elocation-id: e3862
México cuenta con la mayor variabilidad de frutos de chayote (Sechium edule Jacq. Sw.). Sin embargo, no hay reportes sobre los tratamientos postcosecha para los chayotes blancos tipo albus. El objetivo fue evaluar diferentes tratamientos postcosecha en los grupos varietales albus: a. minor, a. levis, a. dulcis, a. spinosum y a. levis gigante cosechados en Huatusco, Veracruz, México. Para ello los frutos se almacenaron a 12 ±1 °C y 90 ±5% HR por siete días, y después se mantuvieron a 18 ±1 °C y 60 ±5% HR para su evaluación. Los tratamientos fueron: cera, película plástica, ácido cítrico y ácido ascórbico, solos o combinados. Se determinó la pérdida de peso, la calidad comercial, la actividad enzimática, la permeabilidad de membrana y el contenido de fenoles. Se observó que los frutos tipo albus son sensibles al obscurecimiento del epicarpio, pérdida de peso, viviparismo e incidencia de hongos, con una vida de anaquel de entre 1 y 6 días. El uso de recubrimiento de cera y películas plásticas individuales o combinadas con ácidos orgánicos redujeron las pérdidas de peso y la actividad enzimática de polifenol oxidasa (PPO) y peroxidasa (POD), incrementando la vida útil de los frutos de 6 a 12 días.
calidad, grupos varietales chayote, obscurecimiento.
México es el centro de origen del chayote [Sechium edule (Jacq.) Sw.], por lo que cuenta con la mayor diversidad de esta especie en el mundo. Actualmente, están registrados 12 grupos varietales que se diferencian con base en sus caracteres morfológicos, bioquímicos y genéticos. Dentro de estos grupos varietales, los chayotes amarillos tipo albus son los siguientes: a. minor, a. levis, a. levis gigante, a. dulcis y a. spinosum, los cuales se distinguen por el epicarpio amarillo y el sabor ligeramente dulce de su pulpa (Iñiguez-Luna et al., 2021).
Comparado con otros grupos varietales, los chayotes albus contienen mayor cantidad de solidos solubles totales (SST, 7.21-8.08%) y menor acidez titulable (0.28-0.035%) (Cadena-Iñiguez et al., 2011). Asimismo, los albus son una fuente importante de metabolitos bioactivos, por ejemplo a. minor y a . levis tienen 16.16 y 10.48 mg g-1 de peso seco (p.s.) de cucurbitacinas, además de 1.64 y 1.59 mg g-1 p.s. de flavonoides, respectivamente (Iñiguez-Luna et al., 2021).
En México, la distribución de los grupos albus se restringe a zonas con una altitud entre 1 160 a 2 398 m y solo en los estados de Veracruz, Puebla, Hidalgo y Oaxaca. En este sentido, se estima que para el año 2050 a. dulcis perderá más del 50% de su distribución actual debido a las sequías prolongadas y aumento de la temperatura. Además, en sus hábitats naturales los grupos albus están siendo gradualmente reemplazados por la introducción de variedades de chayote más comerciales como el verde liso (virens levis) (González-Santos et al., 2017).
Lo anterior, ha provocado que los grupos albus sean altamente susceptibles a extinguirse, con lo que se perdería parte de la diversidad genética de la especie S. edule. Para evitar esto, se ha iniciado el establecimiento de cultivos comerciales de grupos albus. Sin embargo, no existen reportes que muestren las estrategias de manejo postcosecha a fin de que los frutos puedan comercializarse más allá de los mercados locales.
La refrigeración es una técnica postcosecha ampliamente utilizada, sin embargo, bajas temperaturas pueden provocar daños por frío (DF). Por ejemplo, en cucurbitáceas como el pepino (Cucumis sativus), el almacenamiento a 4 °C, provocó el oscurecimiento de la epidermis por el incremento de la fuga de electrolitos y cambios en los ácidos grasos de la membrana, dañando la apariencia del fruto (Zhang et al., 2023).
En este sentido, las aplicaciones de ácidos orgánicos combinadas con atmósferas modificadas (AM) han tenido efectos positivos para retrasar el oscurecimiento de los frutos, por ejemplo, el uso de recubrimientos a base de goma xantana (10% p/v) combinada con ácido ascórbico (1% p/v) o ácido cítrico (1% p/v) redujeron más de la mitad la actividad de PPO frutos de uva var. Pinot noir a los 21 días de almacenamiento a 4 °C (Golly et al., 2019). De manera similar, la aplicación de ácido ascórbico (40 mmol L-1) y oxálico (2 mmol L-1) combinada con atmósferas controladas (5% CO2+1% O2), redujeron el oscurecimiento del epicarpio en frutos de litchi, al reducir la fuga de iones de la membrana y la actividad de PPO y POD y aumentar la actividad de enzimas antioxidantes como la catalasa (CAT) (Ali et al., 2021).
El objetivo de este trabajo fue evaluar el efecto del ácido cítrico y del ácido ascórbico, solo e incorporados junto con películas plásticas en el oscurecimiento del epicarpio y la calidad comercial de los frutos de chayotes albus almacenados en refrigeración.
Los frutos de chayote de los grupos varietales: a. levis, a. dulcis, a. minor, a. levis gigante y a. spinosum se obtuvieron en noviembre de 2021 del Banco Nacional de Germoplasma de Sechium edule en México (BANGESe) localizado en Huatusco, Veracruz, México (19° 08’ 48’’ latitud norte y 97° 57’ 00’’ longitud oeste). Se seleccionaron frutos sin daños físicos o plagas y se cosecharon en madurez hortícola (18 ±2 d después de la antesis). Los frutos de a. minor tuvieron pesos de 12 a 27 g; a. levis de 51 a 148 g; a. dulcis de 43 a 108 g; a. spinosum de 162 a 287 g y los de a. giganter, de 168 a 374 g (Figura 1).
Los frutos de cada grupo varietal lavados y seleccionados se dividieron en cuatro tratamientos. La solución de ácidos incluyó la combinación de ácido cítrico (0.2% p/v) + ácido ascórbico (1% p/v) en agua destilada. El tiempo de inmersión de los frutos fue de 5 min. Los tratamientos fueron los siguientes: T0= testigo; T1= cera Clarity® PHS, asperjada directamente en los frutos; T2= inmersión en solución de ácidos; T3= película plástica (polietileno perforado utilizado por los productores, (27 µm de grosor) en a. spinosum y a. levis gigante. En los frutos de a. minor, a . levis y a . dulcis se utilizaron bolsas de polipropileno selladas (grosor 31 µm); T4= inmersión en solución de ácidos y posterior aplicación de cera Clarity® PHS y T5= inmersión solución de ácidos y película plástica.
Después de la aplicación de tratamientos, todos los frutos se almacenaron en refrigeración (12 ±1 °C y 90 ±5% HR) por siete días, seguido de almacenamiento a temperatura de 18 ±1 °C y 60 ±5% HR simulando las condiciones de comercialización. La aplicación de tratamientos dependió de la cantidad de frutos disponibles, por ello para a. spinosum se aplicaron todos los tratamientos, mientras para el resto de los grupos varietales únicamente T0, T4 y T5. Se consideró un fruto por repetición y cada tratamiento tuvo 15 repeticiones.
Las pérdidas de peso se determinaron con una balanza digital (Setra® modelo SI-2000S, EE. UU.) con sensibilidad de 0.01 g. Los resultados se expresaron como porcentaje de pérdida de peso con respecto al peso inicial del fruto fresco. El obscurecimiento del epicarpio se clasificó con base en los siguientes niveles: nivel 0= ninguna mancha, 1= leve; 2= moderada; 3= severa. Los niveles de viviparismo fueron los siguientes: nivel 0= sin presencia de semilla, 1= semilla visible y apertura basal y 2= semilla completamente expuesta. La vida de anaquel se dio por finalizada cuando los frutos tuvieran: pérdidas de peso mayores al 10%, deshidratación, viviparismo, oxidación de la epidermis y daños por hongos.
Debido a la disponibilidad de frutos de a. spinosum, se realizaron tres repeticiones por tratamiento de la actividad enzimática, los fenoles totales y la permeabilidad de la membrana. La actividad enzimática se evaluó en polvo de acetona a partir de la epidermis de los frutos (Alia-Tejacal et al., 2005). Se tomaron 8 g de pericarpio y se homogeneizaron con 16 ml de acetona fría (-4 °C) en una licuadora por 1 min. Posteriormente, el macerado se filtró, el proceso se repitió dos veces más y el polvo de acetona se dejó secar a temperatura ambiente (21 °C) y se almacenó en congelación a -4 °C hasta su uso.
La actividad de la PPO (EC 1.10.3.1) se evaluó con el método reportado por Lamikanra (1995). A una temperatura ambiente de 19 °C se mezclaron 3 ml de catecol (60 mM) disuelto en un amortiguador Tris-HCl (100 mM, pH 7.1) y 0.2 ml del extracto enzimático obtenido del polvo de acetona. La mezcla se agitó y se midió el cambio de absorbancia a 420 nm en un espectrofotómetro UV-Vis (Thermo ScientificTM, modelo Genesystm 10UV). La actividad enzimática se reportó como U g-1 de peso fresco, donde una unidad de actividad es igual a la formación de 1 μmol de o-benzoquinona min-1.
La actividad de la POD (EC 1.11.1.7) se midió siguiendo el método descrito por Flurkey y Jen (1978). Para ello se tomaron 2.6 ml del amortiguador Tris-HCl (100 mM, pH 7.1), 0.25 ml de guayacol 0.1 M, 0.1 ml de peróxido de hidrógeno 0.25% y 0.05 ml del extracto enzimático obtenido a partir del polvo de acetona. Se determinó el cambio de absorbancia a 470 nm en 3 min en un espectrofotómetro UV (Thermo ScientificTM, modelo Genesystm 10UV). Una unidad de actividad es igual a la formación de 1 μmol de tetraguaicol min-1 (U g-1 de peso fresco).
La actividad de CAT (CE 1.11.1.6) se evaluó de acuerdo a lo descrito por Martínez-Damián et al. (2013). Se tomaron 3 ml de amortiguador Tris-HCI (10 mM, pH 8.5) y 0.1 ml de peróxido de hidrógeno 0.88% en 100 mM de Tris-HCI y se mezclaron en una celda de cuarzo. La reacción se inició al adicionar 0.1 ml del extracto enzimático, observando el cambio en absorbancia a 240 nm en un espectrofotómetro UV (Thermo ScientificTM, modelo Genesystm 10UV). Para la actividad enzimática donde una unidad de actividad es igual a la descomposición de 1 µmol de H2O2 min-1 (U g-1 de peso fresco).
Los fenoles totales (FT) se obtuvieron siguiendo la metodología de Singleton et al. (1999). Las muestras se leyeron a 765 nm en un espectrofotómetro UV (Thermo ScientificTM, modelo Genesystm 10UV). Los resultados se expresaron como equivalentes de µg de ácido gálico por g de peso fresco.
La permeabilidad de membrana se evaluó de acuerdo a lo descrito por Qu et al. (2009). Se extrajeron 3 discos del pericarpio de chayote de 1 cm de diámetro y 4 mm de espesor. Los discos se lavaron tres veces con agua desionizada y se colocaron en 30 ml de manitol (0.2 M). Después de agitar durante 2 h a temperatura ambiente, se midió la conductividad eléctrica inicial con un conductímetro digital (Beckman 4.0, New York, Estados Unidos). Enseguida, los discos se hirvieron durante 5 min y se midió la conductividad eléctrica total. La fuga de electrolitos se expresó como porcentaje de la conductividad total.
El análisis se realizó con ayuda del software R (versión 4.0.2). Se utilizó un diseño completamente al azar. Se realizó un análisis de varianza y una comparación múltiple de medias (Tukey, α= 0.05).
Los tratamientos con ácidos cítrico y ácido ascórbico más cera (T4) y ambos ácidos más película (T5) redujeron significativamente la pérdida de peso en todos los grupos varietales (Cuadro 1). Los frutos del T5 redujeron 91, 92, 95 y 48% la pérdida de peso para a. minor, a . levis, a . dulcis y a. levis gigante, respectivamente. Los frutos del grupo varietal albus pierden mucho peso, particularly los a. minor.
Esta pérdida de peso se atribuyó a los procesos metabólicos de transpiración y respiración, en chayote var. virens levis se han reportado valores de traspiración entre 1.1 y 2.7 g kg-1 h-1 al momento de cosecha (Ramírez-Rodas et al., 2023) y respiración entre 0.86 y 1.3 µg kg-1 s-1 (Cadena-Iñiguez et al., 2006). Sin embargo, los frutos de albus tienen entre 54 y 191% más pérdida de peso diaria que virens levis, con excepción a. levis gigante, que pierde menos peso (Rivera-Ponce et al., 2024).
El uso de atmósferas modificadas resultó efectivo en reducir el obscurecimiento de los frutos, siendo las películas plásticas más eficientes, en combinación con los ácidos orgánicos (Cuadro 1). El ácido ascórbico es capaz de prevenir la formación de melanina al unirse a los metabolitos intermediarios, mientras que agentes quelantes del cobre, como el ácido cítrico y el ácido oxálico son capaces de suprimir la actividad de PPO al unirse a cofactores metálicos en la enzima PPO (Golly et al., 2019).
La vida de anaquel aumentó significativamente en todos los grupos varietales del T5. Es importante destacar que la alta humedad relativa alrededor de los frutos con película plástica provocó el desarrollo de hongos a partir del día 6 en a. minor y día 10 en a. dulcis y a. levis (Cuadro 1). La vida de anaquel de los frutos testigo de a . spinosum fue de cuatro días, mientras que el uso de películas plásticas fue el más efectivo en reducir la pérdida de peso y extender la vida de anaquel durante seis días más (Figura 2A).
El efecto positivo del uso de las películas plásticas se ha observado en otras cucurbitáceas. En pepino, el polietileno de baja densidad (LDPE, 37.5 μm) redujo más de 65% la pérdida de peso a los 12 d de almacenamiento a 10 °C y 85% HR (Kaur et al., 2021).
T0= testigo; T1= cera (Clarity® PHS); T2= ácido cítrico (0.2%) y ácido ascórbico (1%); T3= película plástica; T4= ácido cítrico (0.2%), ácido ascórbico (1%), cera; y T5= ácido cítrico (0.2%) y ácido ascórbico (1%) y película plástica.
En calabacín (Cucurbita pepo), la película de cloruro de polivinilo redujo cerca de 70% la pérdida de peso de frutos a los 15 d de almacenamiento a 10 °C y 80% HR (Guerra et al., 2020). Una vez que los frutos se trasladaron a temperatura ambiente el obscurecimiento se hizo más evidente, pero fue mitigado por la película plástica y la cera (Figura 2B). La actividad de PPO en el epicarpio incrementó después de transferir los frutos a temperatura ambiente, con la máxima actividad al tercer día de almacenamiento. Los frutos de los T0 y del T2 presentaron el mayor oscurecimiento del epicarpio y la mayor actividad de PPO y POD hasta el quinto día de almacenamiento (Figura 2C y 2D).
La actividad de la CAT fue mayor en los tratamientos que tuvieron menor oxidación de la epidermis. Es decir, la cera, la película plástica y la combinación con ácidos (p< 0.0001). Sin embargo, la actividad se reduce de manera sostenida desde la salida de refrigeración y durante el almacenamiento en todos los tratamientos (Figura 2E). En cuanto al viviparismo (germinación temprana de la semilla), inició a los dos días de almacenamiento a condiciones ambientales en a . spinosum. En los frutos del testigo se presentó en el 50%, mientras en los frutos de los tratamientos fue del 30%.
A la cosecha, el contenido de FT en el pericarpio de a . spinosum fue de 407.64 ±16.75 µg g-1. Sin embargo, a la salida de refrigeración incrementó en todos los tratamientos, siendo menor en el T3 con 484.11 ±11.93 µg g-1 y mayor en el T2 con 639.02 ±22.61 µg g-1, lo cual se relaciona con el obscurecimiento de los frutos (Figura 3).
T0= testigo; T1= cera (Clarity® PHS); T2= ácido cítrico (0.2%, p/v) y ácido ascórbico (1%, p/v); T3= película plástica; T4= ácido cítrico (0.2%, p/v) y ácido ascórbico (1%, p/v) más cera; T5= ácido cítrico (0.2%, p/v); y ácido ascórbico (1%, p/v) más una película plástica.
Este incremento puede atribuirse al estrés por frío, que induce la expresión de genes relacionados con la biosíntesis de fenilpropanoides, precursores de los compuestos fenólicos (Liu et al., 2024). Además, cuando se presenta la pérdida de la integridad de membrana, las enzimas entran en contacto con el sustrato, lo que provocó el oscurecimiento (Figura 3). Ante los cambios en la permeabilidad hay un aumento en la actividad de POD y la formación de ROS, resultando en la peroxidación de los fosfolípidos de las membranas (Luo et al., 2021). En pera (Pyrus bretschneideri Rehd), el uso de películas a base de LDPE (10 µm) redujo la expresión de genes relacionados con la biosíntesis de PPO (Cheng et al., 2015).
Los frutos de chayotes tipo albus son susceptibles a la rápida pérdida de peso, la oxidación del epicarpio, viviparismo e incidencia de hongos en el almacenamiento en refrigeración y temperatura ambiente. Los problemas de pérdida de peso y oscurecimiento del pericarpio de frutos pueden mitigarse con el uso de ceras y películas plásticas individuales o combinadas con ácidos orgánicos, debido a que reducen la actividad oxidativa PPO y POD e incrementan la actividad de la CAT, con el consecuente aumento de la vida de anaquel de los frutos. Por lo tanto, el uso de películas plásticas y ceras cera son una opción viable para la conservación de la calidad de frutos albus en el almacenamiento en refrigeración y temperatura ambiente.
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