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Se destaca la importancia de las plantas medicinales, mencionando que el 80% de la población mundial utiliza medicina tradicional (OMS). México es el segundo país más rico en conocimientos de medicina tradicional, después de China. Se menciona a Parthenium hysterophorus L., conocida como escoba amarga, y aunque su uso en México no está ampliamente documentado, sí se ha registrado en Papantla, Veracruz y Güémez, Tamaulipas. El estudio se enfoca en la fitoquímica de P. hysterophorus, identificando metabolitos secundarios como alcaloides, flavonoides, saponinas y taninos. Se evaluó la actividad antioxidante mediante el método del DPPH, mostrando altos porcentajes de inhibición en extractos acuoso y etanólico. Además, se analizó la actividad biocida en Artemia salina, revelando toxicidad moderada para el extracto acuoso y etanólico. El material vegetal se recolectó en la zona centro del estado de Veracruz en el mes de julio del año 2022. Los resultados sugieren un potencial uso terapéutico y farmacológico de la planta, así como en la protección de cultivos, aunque se necesita más investigación para entender mejor su fitoquímica y aplicaciones médicas.
actividad biológica, plantas medicinales, productos naturales, radicales libres.
Las plantas medicinales son un recurso vital para la salud humana, utilizadas por aproximadamente el 80% de la población mundial (OMS), (De la Cruz-Jiménez et al., 2022). En México, un país con una rica tradición en medicina tradicional de plantas silvestres, donde diversas culturas han empleado plantas como Asteraceae, Fabaceae, Rubiaceae y Malvaceae para tratar enfermedades. Sin embargo, aún queda mucho por estudiar sobre la riqueza etnobotánica del país, como es el caso de P. hysterophorus y distribuida ampliamente fuera de su área de origen (Cruz-Pérez et al., 2021).
Esta especie es nativa del noroeste de México y EE. UU., endémica de América y se distribuye en todo el continente asiático y parte de países de Europa (Lalita y Kumar, 2018), se le conoce por su nombre común como: escoba amarga, arrocillo, hierba de zanahoria, hierba de estrella, pasto del congreso, matricaria silvestre, ambrosía, maleza amarga, punta blanca y el ‘Azote de la India’ (Espinosa-Rivero et al., 2015).
Esta planta se adapta fácilmente a diferentes ambientes gracias a su asignación de biomasa y plasticidad fenotípica, lo que le otorga una ventaja competitiva (Rathee et al., 2021). P. hysterophorus se utiliza medicinalmente para tratar úlceras pépticas, inflamaciones (Espinosa-Rivero et al., 2015) y como antimicrobiano debido a compuestos como partenina una lactona sesquiterpenica y otros metabolitos activos como el ácido cafeico, el 3,7-dimetiléter, la quercelagetina, el ácido ferúlico, el ácido vanílico, la p-courmarica, la P hidroxibenzoína y el ácido vanílico, el 6-hidroxil kaempferol, el 3-0-arabinoglucósido y algunos otros alcoholes no identificados (Alfaro-Jiménez et al., 2022).
A pesar de ser considerada una maleza agresiva en la agricultura, también posee potenciales propiedades farmacológicas. Jaiswal et al. (2022) mencionan que los flavonoides encontrados en P. hysterophorus, como la kaempferol y la quercetina, muestran actividad antioxidante, antiinflamatoria y antimicrobiana, así como potencial inhibidor del crecimiento de células cancerosas, Rai y Lall (2021) presentaron resultados sobre su actividad analgésica y antitumoral, así como por su potencial en el tratamiento de enfermedades neurodegenerativas, señalando los metabolitos secundarios que pueden ser útiles en el tratamiento de enfermedades inflamatorias, como la artritis reumatoide y tienen aplicaciones terapéuticas en el campo del cáncer y otras enfermedades.
Los censos etnobotánicos desarrollados en el Norte de Puebla, Tlanchinal, Hidalgo, Monterrey, Nuevo León, Xalpatlahuac, Guerrero y Zacatecas no documentan la utilización de la planta (Estrada-Castillón et al., 2012). Sin embargo, Lara-Reimers et al. (2019) y en Papantla, Veracruz y Güémez, en Tamaulipas, respectivamente, documentaron la presencia y utilización de partes de la planta (hojas y tallos) para el tratamiento de gastritis.
En un trabajo realizado por Kaur et al. (2021), presentaron datos sobre esta maleza considerada como nociva, destacan que es una planta medicinal terapéutica y examinaron los diversos usos etnobotánicos en la medicina tradicional, incluyendo su aplicación en el tratamiento de afecciones como el asma, la malaria, las infecciones cutáneas y las enfermedades gastrointestinales.
En relación con los aspectos toxicológicos, mencionan los efectos adversos posibles asociados con su consumo o exposición, como dermatitis de contacto y reacciones alérgicas, aunque también tiene un uso potencial herbicida como se ha reportado de los extractos de P. hysterophorus, Cleome rutidosperma y Borreria alata, inhibiendo el crecimiento de malezas sin causar daños significativos a los cultivos seleccionados.
Lo anterior, sugiere un posible uso potencial de estos extractos como herbicidas naturales en la agricultura y el manejo de malezas (Motmainna et al., 2021). Por esta razón es necesario conocer e identificar los metabolitos secundarios presentes en P. hysterophorus establecer el grado de toxicidad, utilizando un modelo biológico, para comprobar si los extractos etanólicos y acuosos muestran potencial antioxidante y en diferentes concentraciones su inocuidad. El presente estudio tiene como objetivo identificar la fitoquímica, la actividad antioxidante in vitro y biocida de P. hysterophorus.
La investigación se desarrolló en la Facultad de Ciencias Químicas, Campus Orizaba, Universidad Veracruzana. Las muestras de la parte aérea de P. hysterophorus se colectaron en una zona agrícola en Ixtaczoquitlán, Veracruz, México. (18° 88.95’ latitud norte y 97° 05.41’ longitud oeste). Uno de los ejemplares botánicos obtenidos se registró como 12520 y se depositó en el Herbario CORU de la Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de la Universidad Veracruzana.
Se colectaron plantas íntegras de P. hysterophorus (tallos, hojas y flores), las cuales se lavaron con agua destilada estéril, eliminando las dañadas. El material parte aérea de la planta, en trozos de 5 mm y se deshidrató en estufa (Thermo Scientifc, Hera Therm incubator número de serie 4160722) a 40 °C. Luego, se colocó en frascos de vidrio transparentes, de boca ancha de 4 L de capacidad para macerar por separado los solventes, en agua destilada estéril y etanol al 70% (2:1 p/v).
Los frascos se cerraron herméticamente y se mantuvieron a temperatura ambiente (25°) y en oscuridad durante 72 h. Una vez transcurrido este tiempo, se filtró el macerado para separar los restos sólidos usando filtros de tela miracloth (Merck, millipore, USA). Ambos extractos se concentraron usando un rotavapor marca Buchi de Labconco a una temperatura constante de 40 °C hasta la evaporación de los respectivos solventes, posteriormente las muestras fueron liofilizadas y almacenadas en una atmósfera libre de humedad hasta su análisis.
Para determinar el perfil cualitativo fitoquímico de P. hysterophorus, se consideraron las metodologías propuestas por Domínguez (1973); Martínez et al. (2008); Shamsa et al. (2008); Pandey y Tripathi (2014); Pandey al. (2014); Robles-García et al. (2016) (Cuadro 1).
| Metabolito secundario | Ensayo | Resultado | Referencias |
|---|---|---|---|
| Alcaloides | Drangedorff Sonneschain | Precipitado naranja | Shamsa et al. (2008); Sreevidya y Mehrota (2003) |
| Azúcares reductores | Fehling Benedict | Precipitado de color naranja a rojo | Pandey y Tripathi, (2014) |
| Cumarinas | Erlich NH4OH | Coloración naranja Observar bajo luz UV-365 nm, la fluorescencia azul o verde | Martínez et al. (2008); Domínguez (1973) |
| Flavonoides | Shinoda Reacción de NaOH 10% | Presencia de auronas o chalconas se presenta una coloración roja Cambio de coloración de amarillo a rojo, indica la presencia de xantonas y flavonas, de café a naranja de flavonoles, de púrpura a rojizo de chalconas y azul de antocianinas. | Martínez et al. (2008); Robles-García et al. (2016) |
| Glicósidos cardiotónicos Cianogénicos | Legal Baljet Grignard | Coloración roja poco estable Coloración de naranja a rojo obscuro Coloración de rosa a rojo | Yadav et al. (2014) |
| Quinonas | Ácido sulfúrico Börntraguer | Coloración roja antraquinonas Color rojo púrpura, benzoquinonas De amarillo verdoso cambia a Rojo, antronas | Domínguez (1973) |
| Saponinas | Formación de espuma Lieberman Bouchard Rosenthaler | Espuma con altura de 8-10 mm estable por 30 min Coloración azul o verde en la interfase Coloración rosa, rojo, magenta o violeta | |
| Sesquiterpenos | Reacción con Hidroxílate férrico | Coloraciones roja, violeta o rosa | Robles-García et al. (2016) |
| Taninos | Gelatina FeCl3 | Precipitado blanco Coloraciones de azul a negro (ácido gálico) Coloraciones verdes (derivados del catecol) Formación de una coloración azul (compuestos fenólicos) |
Se utilizó el método del radical libre 2,2-difenil-1-picril-hidracilo (DPPH) para ello se preparó una solución madre de 0.1 mM y se almacenó a -4 °C en la oscuridad. La solución se ajustó en absorbancia de 1.1 ±0.02 a 517 nm. Una vez ajustada la solución, se tomaron 19.6 ml de la solución DPHH y se aforó a 50 ml con metanol un matraz aforado colocándolo en obscuridad; se prepararon tres soluciones en matraces aforados con los extractos acuosos y etanólicos sin diluir a diferentes concentraciones, 100, 500 y 1 000 µg ml-1 (1 ml de muestra y 3 ml del reactivo) por triplicado.
Se dejó reaccionar durante 30 min, después se agitó en vortex y se realizó la lectura en el espectrofotómetro a 517 nm. Se utilizó metanol puro como blanco (Rivas-Morales et al., 2016). Los resultados fueron convertidos a porcentaje de inhibición y expresados como capacidad antioxidante en µmol de equivalentes (AAE a ácido ascórbico. Los datos de los ensayos se llevaron por triplicado (Rojano et al., 2008).
La actividad antioxidante se estimó utilizando como referencia la disolución de 1,1-Difenil-2-picrilhidrazil DPPH (Brand-Williams et al., 1995) y la ecuación sugerida por Fukumoto y Mazza (2000). Los datos obtenidos se expresan en valores porcentuales de inhibición y como porcentaje antioxidante. Las pruebas se realizaron por triplicado.
Donde: A= absorbancia del control; A1= absorbancia de la muestra.
Se utilizaron cinco peceras de cristal con 1.5 L de agua de mar artificial (38 g L-1) a temperatura ambiente (26 °C) y oxigenadas mediante bombas. A cada pecera se le agregó de 0.5 a 0.8 g de quistes de Artemia. salina (marca azul, Eclosion azul). La eclosión se desarrolló entre 24 a 48 h posteriores a la siembra. Con ayuda de una pipeta Pasteur se tomaron 10 nauplios fototópicos maduros de A. salina y se colocaron en viales de vidrio (2 ml 12 × 32 mm) y se agregaron diferentes concentraciones de los extractos acuosos y etanólicos resuspendidos en agua de mar destilada estéril (0 µg ml-1, 50 µg ml-1, 100 µg ml-1, 200 µg ml-1, 300 µg ml-1, 400 µg ml-1, 500 µg ml-1, 600 µg ml-1, 700 µg ml-1, 800 µg ml-1, 900 µg ml-1 y 1 000 µg ml-1) por triplicado para ambos extractos, dejándose 24 h a temperatura ambiente protegidas de temperaturas extremas junto con el grupo control que no tenía el extracto (Meyer et al., 1982).
La toxicidad de los extractos se determinó después de transcurridas 24 h, bajo observación con microscopio óptico. Se consideró como prueba de toxicidad la falta de movimiento de los nauplios durante 10 min. El grado de toxicidad del extracto se definió en función del rango en que se encontraron los valores de CL50 de acuerdo con las categorías, extremadamente tóxico (1-10 µg ml-1), altamente tóxico (10-100 µg ml-1), moderadamente tóxico (100-500 µg ml-1), ligeramente tóxico (500-1 000 µg ml-1), prácticamente no tóxico (1 000-1 500 µg ml-1), relativamente inocuo (≥ 1 500 µg ml-1) (CYTED, 2014). El rango de concentración determinó la Concentración Letal (CL50) por el método de análisis Probit (Finney, 1971).
El diseño fue completamente aleatorizado con tres repeticiones, y tres observaciones por repetición. Se realizó un análisis de varianza utilizando el programa estadístico Minitab 20.1 (2022). Se utilizó la prueba de Fisher para determinar las diferencias entre promedios de cada una de las variables evaluadas. La determinación de la actividad biológica y antioxidante con tres repeticiones se consideraron estadísticamente significativas para p≤ 0.05. Cuando fue necesario se realizó un ajuste de datos para normalización.
El extracto etanólico mostró mayor cantidad de metabolitos secundarios como fueron alcaloides y azúcares reductores, y una menor presencia de flavonoides, Lactonas sesquiterpénicas y taninos. El extracto acuoso destacó también en alcaloides principalmente, seguido de azúcares reductores, saponinas y en menor presencia flavonoides.
La diferencia entre los extractos fue notable en los taninos: positivos en el análisis con cloruro férrico para el extracto alcohólico y negativos para el acuoso, estos datos concuerdan con los presentados por Jimenez et al. (2021), en algunos de los metabolitos, es importante considerar que la época de colecta y zona geográfica influyen en la presencia de estos, las plantas responden a los factores como cantidad de horas luz, tipo y fertilidad del suelo, predadores, régimen de lluvia entre otros (Al Ruheili et al., 2022) (Cuadro 2).
Se observó una composición de metabolitos secundarios similar a la reportada por Rodríguez et al. (2000), en extractos etanólicos al 35%, que presentaron una actividad fungicida contra Stemphylium, Fusarium, Pyricularia y Phythophthora, donde P. hysterophorus mostró el mayor efecto inhibitorio del crecimiento de los cuatro hongos evaluados. Fazal et al. (2011) encontraron alcaloides en extractos etanólicos con actividad larvicida y bactericida, por su acción de bloquear los neuroreceptores, inhibiendo la transducciones de señales, intermediarios de la transducción de señales neuronales y canales iónicos de vertebrados e insectos y en la capacidad de intercalarse en el ADN y detener la síntesis de proteínas, inducir la apoptosis e inhibir las enzimas del metabolismo de los azúcares, principal fuente de energía de lo microrganismos.
Estudios como los de Díaz et al. (2011) mencionan la partenina como un alcaloide tóxico con actividad nematicida e insecticida. La presencia de flavonoides destaca sus usos farmacológicos, incluyendo actividades antiparasitarias (Saucedo et al., 2011). Por otro lado, Rodríguez et al. (2012) identificaron actividad antifúngica en extractos acuosos de P. hysterophorus contra Pyricularia grisea, un fitopatógeno del arroz. Otro de los metabolitos presentes en P. hysterophorus como las saponinas muestran alta actividad antibacteriana y antifúngica al afectar la integridad celular y también se encontraron trazas de taninos con actividad antimicrobiana (Patra y Saxena, 2009).
Si bien Espinosa-Rivero et al. (2015) mencionan que, los extractos acuosos tienen baja actividad antimicrobiana contra Helicobacter pylori, inhiben su crecimiento y adhesión al bloquear la acción de las ureasas. Estos resultados sugieren la posibilidad de aislar los componentes del extracto para identificar los responsables de la actividad antimicrobiana y utilizarlos como principios activos en medicamentos. Es importante destacar que los metabolitos varían en existencia o concentración según la región y el clima, debido a la interacción de la planta con el ambiente (Kaur et al., 2016).
La actividad antioxidante de los extractos acuoso y etanólico de P. hysterophorus mostró una alta inhibición del DPPH, con 82.19% para el extracto acuoso y 73.12% para el etanólico (p≤ 0.05) (Cuadro 3, parecida a la reportada por Ahmad et al. (2010) de 67.07 % en extractos etanólicos. En los dos extractos evaluados no se presentaron diferencias, sugiriendo que la capacidad antioxidante del extracto acuoso y del etanólico se debe a la presencia de alcaloides, saponinas y, en menor medida, flavonoides (Kaur et al., 2021; Alfaro-Jiménez et al., 2022).
Estos compuestos también presentan efectos biológicos como actividad antibacterial, antiviral, antiinflamatoria, antialergénica, antitrombótica y vasodilatadora (Rai y Lall, 2021; Alviter et al., 2024).
| Extracto | Absorbancia 517 nm | ∣x-x̄∣2 | (%) |
|---|---|---|---|
| Acuoso | 0.138 a | 0.0327 a | 82.19 a |
| Etanólico 70 % | 0.209 a | 0.121 a | 73.12 a |
| Promedio | 0.173 | 0.0076 | 77.65 |
| DE | 0.1 |
Los organismos aerobios, respiran el oxígeno molecular (O2) que se encuentra en el ambiente, que da lugar a la formación de especies reactivas de oxígeno (ERO). Cuando se reduce este O2 en su paso por la cadena respiratoria forma el súper óxido el cual en el proceso de óxido-reducción muy fácilmente puede formar el peróxido de hidrógeno (H2O2) que en presencia de metales de transición como el hierro (Fe2+) y el cobre (Cu+), produce el radical Hidroxilo (OH), mediante la reacción de Fenton, que en los sistemas biológicos son de los más dañinos y causantes del daño oxidativo (Kaur et al., 2021).
El alto porcentaje de inhibición del DPPH en los extractos de P. hysterophorus destaca su capacidad antioxidante, atribuida a compuestos naturales antes mencionados. Esta terapia antioxidante ofrece una alternativa económica para tratar enfermedades relacionadas con el estrés oxidativo. Ahmad et al. (2011) encontraron resultados similares en extractos etanólicos de P. hysterophorus en Pakistán, en cuanto a su actividad antilarvicida correlacionada con la presencia de enzimas antioxidantes como el superóxido dismutasa (SOD), peroxidasa PO), ascorbato peroxidasa (APX) y catalasa, que tienen la función de proteger a las células del daño oxidativo producido por las ERO.
Las plantas siguen siendo las plantas, fuente principal de productos farmacéuticos y tratamientos alternativos para enfermedades humanas (Mofokeng et al., 2022). Kaur et al. (2021) reportaron una protección de la membrana celular del 55% contra la peroxidación lipídica en células renales de ratones, debido a la presencia de flavonoides también reportados en este estudio.
En este estudio se realizó un primer tamizaje de la toxicidad mostrada por extractos acuoso y etanólico de P. hysterophorus. Para esta prueba, el grupo control se mantuvo vivo en un 100% de los individuos, en las 24 h de duración del ensayo, con base a las características de toxicidad, la CL50 indicó que el extracto etanólico a una concentración de 477 µg ml-1 (Figura 1).
Esto debido a una mayor cantidad de metabolitos en particular las lactonas sesquiterpénicas taninos presentes, mientras no se encontraron en el acuoso con CL50 de 167.6 µg ml-1 (Figura 2), son considerados moderadamente tóxicos según la clasificación del CYTED en 2014. Diferentes autores mencionan que la inhibición de enzimas claves del metabolismo energético (fosforilación oxidativa) y de la replicación de los ácidos nucleicos (ADN polimerasa, debido a las lactonas sesquiterpénicas (partenina) junto con los taninos que podrían ser la clave de estos niveles de toxicidad mostrados por P. hysterophorus (Alviter et al., 2024).
El uso de extractos de P. hysterophorus sobre A. salina brinda información sobre como los componentes del metabolismo secundario son una importante fuente de productos farmacológicos, este ensayo de uso amplio determina el efecto letal en A. salina y de esta manera se predice su habilidad para producir la muerte de células cancerígenas en cultivo de tejidos, controlar insectos o ejercer un rango amplio de efectos farmacológicos (Ahsan et al., 2020, Kaur et al., 2021).
En este estudio se demostró la existencia de los metabolitos secundarios como son flavonoides, alcaloides, saponinas y taninos en los extractos acuosos y etanólicos de P. hysterophorus que se ha reportado ampliamente con actividad biológica contra microorganismos, plantas, animales y en la salud humana. Se les determinó el porcentaje de inhibición de antioxidantes por medio de la técnica de DPPH con porcentajes de inhibición de los extractos acuosos y etanólicos de 82 y 73%, respectivamente.
La actividad citotóxica se identificó en el modelo biológico de A. salina, obteniendo una CL50 de 477 μg ml-1 en el extracto etanólico y 167.6 μg ml-1 en el extracto etanólico sobre los nauplios de A. salina considerando a estas concentraciones como moderadamente tóxicas.
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