Revista Mexicana de Ciencias Agrícolas volumen 10 número 3 01 de abril - 15 de mayo, 2019
DOI: https://doi.org/10.29312/remexca.v10i3.332
Artículo
Biocontrol de Damping off y promoción del crecimiento vegetativo en plantas de Capsicum chinense (Jacq) con Trichoderma spp.
Edgar Javier Larios Larios
José de Jesús Wilmer Valdovinos Nava
Wilberth Chan Cupul§
Felipe Alejandro García López
Gilberto Manzo Sánchez
Marco Tulio Buenrostro Nava
Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias-Universidad de Colima. Autopista Colima-Manzanillo km 40, Tecomán, Colima. CP. 28934. (elarios5@ucol.mx; wilmer-vnava@hotmail.com; fgarcia@ucol.mx; gmanzo@ucol.mx; mbuenrostro0@ucol.mx).
§Autor para correspondencia: wchan@ucol.mx
Resumen
Palabras clave: chile habanero, fungicida biológico, incidencia, índice de clorofila.
Recibido: enero de 2019
Aceptado: marzo de 2019
Introducción
México sobresale en la producción chile (Capsicum spp.) en el mundo y es el quinto abastecedor del consumo a nivel global, el cual alcanza una producción de 2.3 millones de toneladas. En el país, el chile es el tercer cultivo hortícola más importante considerando la superficie sembrada. En 2018 se establecieron alrededor de 26 300 ha de chile, de la producción cosechada, Sinaloa ocupó el primer lugar (15 625 ha), seguido por Chiapas (2 451 ha), Veracruz (1 952 ha), Sonora (1 814 ha) y Oaxaca (1 364 ha) (SAGARPA, 2018a). Mientras que Colima (269.5 ha) ocupó el veinteavo lugar con 9 172 t de producción y un rendimiento de 34.03 t ha-1 (SIAP, 2018).
En cuanto a la producción de chile habanero (Capsicum chinense Jacq.) se estima que México produce 9 072 t anuales; los estados con mayor producción son Tabasco, Yucatán y Campeche con 4 546, 2 615 y 578 t, respectivamente (Ocampo-Thomason, 2014). El estado de Colima produce entre 9 y 28 t anuales, esta baja producción podría deberse a diversas razones; por ejemplo, no existen paquetes tecnológicos adaptados a la zona, no se conoce la respuesta de las variedades comerciales al clima del estado, aún no se promueven los beneficios del consumo del chile habanero en la sociedad consumidora y su uso potencial en la industria (Ocampo-Thomason, 2014; SAGARPA 2018b).
La producción comercial de plantas de chile habanero en invernadero o durante su trasplante se puede ver severamente afectada por hongos y oomycetos fitopatógenos provenientes del suelo, agua y sustratos. Entre ellos se encuentran los géneros Fusarium, Rhizoctonia, Pythium y Phytophthora (Mojica et al., 2009), los cuales son los principales agentes causales del Damping off. Esta patología se caracteriza por una pudrición en la base del tallo de la planta al nivel del suelo, lo cual ocasiona la marchitez y muerte de las mismas originando pérdidas importantes (Cárdenas et al., 2005).
El manejo del Damping off se realiza a través del control de diversos factores abióticos como la humedad relativa y temperatura, los cuales favorecen el desarrollo de los agentes causales. Además, los productores tienen que recurrir al uso de fungicidas químicos, lo que ha ocasionado resistencia en los fitopatógenos, contaminación ambiental en suelo, agua, frutos y toxicidad en plantas. Estas razones son el motivo para la búsqueda de otros métodos más efectivos y no perjudiciales al ambiente y salud humana (Mojica et al., 2009).
Al respecto, el control biológico ha tomado gran relevancia en los últimos años. Dentro de este método de control una de las alternativas consiste en la aplicación de microorganismos antagónicos de patógenos del suelo, como son el uso de especies fúngicas del género Trichoderma (Hernández-Mendoza et al., 2011). Algunos aislamientos y especies de este hongo han demostrado ser antagonistas de Pythium, Rhizoctonia, Sclerotium, Fusarium y Phytophthora, por lo que varios productos comerciales lo contienen (Naseby et al., 2000; Ezziyyani et al., 2004; Hoyos-Carbajal et al., 2008; Michel-Aceves et al., 2009).
Materiales y métodos
La investigación se realizó en el Laboratorio de Control Biológico de la Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de la Universidad de Colima (FCBA-UCOL). Mientras que la experimentación con plantas de chile habanero se realizó en invernadero ubicado en el área de posgrado de la misma Facultad, situado en el km 40 de la autopista Colima-Manzanillo en el municipio de Tecomán, Colima. El clima predominante de la región es cálido subhúmedo (AW1), con lluvias en verano, temperatura media anual de 26.3 °C, y su localización está entre las coordenadas 18º57’13.4’’ latitud norte, 103º53’42.6’’longitud oeste a una altura de 56 msnm (Cigales y Pérez, 2011).
Cepas de Trichoderma
Se utilizaron dos cepas de Trichoderma spp. previamente aisladas por Sánchez-Rangel et al. (2016): Trichoderma sp. SP6 nativo de la rizosfera de papaya (Carica papaya L.), aislada de un cultivo en el rancho “Las Mercedes” (km 9, carretera Tecomán-El Real, Tecomán, Colima., 18°50’26.05” latitud norte y 103°55’13.79” longitud oeste) y Trichoderma sp. Clombta nativo de la rizosfera del cultivo de melón (Cucumis melo L.) aislado en el municipio de Armería, Colima (19°06’04.91” latitud norte y 104°00’3.74” longitud oeste).
Producción masiva de esporas de Trichoderma spp.
La producción se llevó a cabo en grano entero de arroz (Oryza sativa L.) en bolsas de plástico de poliuretano. El arroz se lavó con agua potable y se remojó en 500 ppm de cloranfenicol (Lab. Sophia S. A. de C. V.), durante 30 min. Pasado ese tiempo se colocaron 250 g de arroz en bolsas de plástico y se esterilizaron en autoclave a 120 ºC, durante 45 min a 18 libras de presión. Las bolsas se inocularon con 10 mL de una suspensión de conidios a una concentración de 1x106 conidios mL-1. Las bolsas de arroz inoculadas se incubaron a 25 ºC con 12 h luz: oscuridad durante 21 días. Posteriormente, los conidios se cosecharon a través del procedimiento descrito por Lezama-Gutiérrez et al. (2006).
Los conidios se recuperaron en 250 mL de agua con 0.1 % de Tween 80® (Sigma-Aldrich, Toluca, México). Para separar el grano de arroz de los conidios se pasaron por un tamiz de 200 mallas y un cedazo. La suspensión de conidios obtenida se centrifugó a 3 600 rpm, durante 15 min, con el fin de concentrar los conidios y separarlos del líquido. Una vez obtenidos los conidios, se dejaron secar por dos días en una cámara de flujo laminar a 25 ºC, y se almacenaron a 5 ºC hasta su utilización en el experimento. Para determinar y ajustar la concentración de los conidios mL-1 a emplear en los bioensayos, se tomaron 0.1 g del polvo seco (conidios) y se suspendió en 100 mL de agua destilada estéril. A través de una cámara Neubauer® (Marienfeld, Alemania) se contabilizaron y ajustaron las concentraciones de los conidios para los bioensayos (Lezama-Gutiérrez et al., 2006).
Producción de plantas
Se utilizaron diez charolas de unicel, las cuales se separaron de dos en dos para establecer cinco tratamientos diferentes; cada charola constó de 200 plantas. Se empleó peatmoss BM2 (Martin´s®, Shippensburg, PA, USA) como sustrato, a razón de 4 kg charola-1 con 60% de humedad. Se depositó una semilla de C. chinense var. “Chichen Itza” (Seminis®, Ciudad de México) por cavidad a una profundad de 1 cm. Las charolas se envolvieron en plástico polietileno negro separadas por tratamientos y se dejaron en la oscuridad hasta la germinación durante cinco días.
Aplicación de los tratamientos
Se emplearon cinco tratamientos, cada uno contempló dos charolas de 200 cavidades, y se midieron 30 plantas por charola. Se consideró una planta como unidad experimental, resultando una n de 60 plantas por tratamiento. Los tratamientos evaluados se describen en el Cuadro 1.
Cuadro 1. Tratamientos y concentraciones aplicadas en plantas de Capsicum chinense var. “Chichen Itza”.
Número | Tratamiento | Dosis | Concentración |
1 | Trichoderma sp. (SP6) | 250 g 200 L-1 | 1x1013 conidios mL-1 |
2 | Trichoderma sp. (Clombta) | 250 g 200 L-1 | 1x1013 conidios mL-1 |
3 | T. SP6 + T. Clombta (Co-inoculación) | 250 g 200 L-1 | 1x1013 conidios mL-1 |
4 | Tri-HB® (Trichoderma harzianum + Bacillus subtilis, Abiosa®, México) | 500 g 200 L-1 | 1x1013 UFC mL-1 |
5 | Captan (Captan® 50 PH, ADAMA®, México) | 400 mL 200 L-1 | 500 ppm |
La aplicación de los tratamientos se realizó de forma foliar con la ayuda de una regadera de jardín de 10 L de capacidad, posteriormente se realizó un riego por aspersión con agua potable para bajar el producto a la zona radical. Las aplicaciones se realizaron en horas frescas de la mañana (7:00 - 8:00 am) a los 7, 14, 21 y 28 días después de la emergencia de las plantas.
Variables de respuesta
Se evaluó la incidencia de la enfermedad como parámetro epidemiológico, además se determinaron las siguientes variables agronómicas: altura, diámetro de plantas, número de hojas, índice de clorofila, biomasa aérea (fresca y seca), biomasa radicular (fresca y seca) y área foliar. Las variables se midieron como se describe a continuación. La incidencia se calculó con la fórmula: inc. = (núm. plantas enfermas/núm. de total de plantas) * 100. La altura de plantas se midió con una regla (Truper®, México) graduada en milímetros, cada siete días después de la germinación. El diámetro de tallo se determinó con un vernier (Truper®, México) graduado en milímetros, cada siete días después de la germinación.
El número de hojas se contabilizó de manera manual tomando en cuenta solo las hojas verdaderas y al final del experimento (Aguirre-Medina y Espinosa-Moreno, 2016). El área foliar determinó con la longitud máxima desde la base del pecíolo hasta el extremo del foliolo central y la anchura máxima de las hojas en forma perpendicular a la longitud máxima al final del experimento (Cabezas-Gutiérrez et al., 2009). El índice de clorofila se cuantificó con un espectrofotómetro (FieldScout 1000, Spectrum Technologies, Inc., USA) con sistema de medida de reflectancia de luz a 700 y 840 nm, la unidad de medida fue el índice del contenido relativo de clorofila, con valores que van de 0 a 999 (Mahdavi et al., 2017).
Las mediciones se realizaron cada siete días después de la germinación. La biomasa aérea se determinó mediante el peso fresco y peso seco de la parte vegetativa partiendo de la base del tallo usando una balanza analítica (OHAUS®, México). Para la biomasa radicular se tomó en cuenta el peso fresco y peso seco de la parte radical partiendo de la base del tallo tomando en cuenta toda la raíz (Tavera-Zavala et al., 2017). Estas variables fueron evaluadas al final del experimento.
Diseño experimental y análisis de datos
El experimento se estableció bajo un diseño completamente al azar, con cinco tratamientos y dos réplicas cada uno. Cada replica consistió en una charola de 200 cavidades. Se midieron 30 plantas por charola como unidad experimental (n= 60). Únicamente para la variable de incidencia del Damping off se evaluaron 100 plantas por réplica (n= 200). Las variables evaluadas se analizaron a través de análisis de varianza (ANDEVA), al encontrar diferencia significativa, se realizó una comparación de rango múltiple empleando el estadístico de la diferencia mínima significativa (DMS) con un α=0.05. Dado a que todos los datos presentaron normalidad de acuerdo al test de Levene (p> 0.05) no existió la necesidad de emplear transformaciones. Todos los análisis se realizaron con el software StatGraphics Plus® y Prism®.
Resultados
Incidencia de Damping off
A los siete días después de la germinación (aplicación de los tratamientos) no existió diferencia significativa (p> 0.05) en cuanto a la incidencia del Damping off entre los tratamientos evaluados, únicamente la aplicación de Captan® presentó una planta enferma (Figura 1).
Figura 1. Incidencia de Damping off en plantas de Capsicum chinense var. “Chichen Itza” inoculadas con diferentes cepas de Trichoderma sp. y con aplicación de Captan® (n=200).
En la segunda medición (14 días), el ANDEVA reveló que los tratamientos Tri-HB® y Captan® presentaron síntomas de Damping off con dos (1%) y tres plantas enfermas (1.5%), respectivamente. A los 21 días, la incidencia de dicha enfermedad no mostró diferencia significativa (p> 0.05), ya que los tratamientos de Trichoderma sp. SP6, Captan® y Tri-HB® presentaron dos (1%), tres (1.5%) y cuatro (2%) plantas enfermas, respectivamente.
Finalmente, en la última medición (28 días) no existió diferencia significativa (p> 0.05), ya que sólo los tratamientos de Captan® y Tri-HB® presentaron cuatro (2%) y tres (1.5%) plantas enfermas cada uno.
Durante todo el período de estudio, en los tratamientos Trichoderma sp. Clombta y la co-inoculación de Trichoderma sp. Clombta y Trichoderma sp. SP6, no registraron plantas con síntomas de Damping off (Figura 1).
Altura de planta
El ANDEVA indicó que a los siete días después de la germinación (aplicación de los tratamientos) existió diferencia significativa (F= 8.65, p= 0.00001) en altura de planta por efecto de la aplicación de los tratamientos. La Co-inoculación permitió mayor altura de planta (5.8 cm) en comparación con el resto de los tratamientos, donde los valores oscilaron entre 5.2 a 5.5 cm (Cuadro 2).
En la segunda medición (14 días), el análisis indicó que las plantas tratadas con Trichoderma sp. Clombta, Trichoderma sp. SP6 y la Co-inoculación tuvieron mayor altura (F= 37.1, p= 0.00001) con 6.3, 6.3 y 6.4 cm, respectivamente; mientras que los tratamientos con menor altura fueron el Tri-HB® (5.4 cm) y Captan® (5.3 cm, Cuadro 2). En la penúltima (21 días) y última medición (28 días), la aplicación de Trichoderma sp. Clombta incrementó significativamente (21 días: F= 90.23, p= 0.00001, 28 días: F= 165.91, p= 0.00001) la altura de plantas de C. chinense en comparación con el resto de los tratamientos, valores promedio de 10 y 11 cm a 21 y 28 días, respectivamente.
Cuadro 2. Altura de plantas (cm) de Capsicum chinense var. “Chichen Itza” inoculadas con diferentes cepas de Trichoderma sp. y con aplicación de Captan®.
Tratamiento | Días después de la germinación | ||||
7 | 14 | 21 | 28 | ||
Trichoderma sp. (Clombta) | 5.2 ±0.05 c | 6.3 ±0.09 a | 10 ±0.25 a | 11 ±0.21 a | |
Trichoderma sp. (SP6) | 5.5 ±0.08 b | 6.3 ±0.07 a | 8.3 ±0.06 b | 9.8 ±0.09 b | |
T. SP6 + T. Clombta | 5.8 ±0.07 a | 6.4 ±0.06 a | 7.3 ±0.07 c | 7.9 ±0.07 c | |
Tri-HB® | 5.2 ±0.07 c | 5.4 ±0.07 b | 6.9 ±0.08 d | 7.4 ±0.06 d | |
Captan® (control) | 5.2 ±0.14 c | 5.3 ±0.12 b | 6.7 ±0.15 d | 7.6 ±0.1 cd | |
CV (%) | 14.9 | 12.7 | 13.7 | 10.6 | |
F | 8.65 | 37.1 | 90.23 | 165.91 | |
p | 0.00001 | 0.00001 | 0.00001 | 0.00001 | |
Medias (± error estándar) con diferente literal en una columna son estadísticamente diferentes entre sí (DMS, p≤ 0.05, n= 60); CV = coeficiente de variación.
Por el contrario, los tratamientos Tri-HB® y Captan® mostraron los valores menores de altura de plantas de C. chinense en las últimas dos mediciones, con 6.7 a 6.9 y 7.4 a 7.6 cm a los 21 y 28 días, respectivamente (Cuadro 2).
Diámetro de tallo
A los siete días después de la germinación (aplicación de los tratamientos) existió diferencia significativa (F= 107.28, p= 0.00001) en el diámetro de tallo de plantas de C. chinense. La co-inoculación permitió un mayor diámetro de tallo con 1.4 mm en comparación con las plantas inoculadas con los otros tratamientos, los cuales oscilaron entre 1.2 y 1.3 mm (Cuadro 3). en las últimas tres mediciones, oscilando entre 1.4 mm y 1.9 mm de diámetro de tallo (Cuadro 3).
Cuadro 3. Diámetro de tallo (mm) de plantas de Capsicum chinense var. “Chichen Itza” inoculadas con diferentes cepas de Trichoderma sp. y aplicación de Captan®.
Tratamiento | Días después de la germinación | ||||
7 | 14 | 21 | 28 | ||
Trichoderma sp. (Clombta) | 1.3 ±0.03 b | 1.8 ±0.03 a | 2.4 ±0.05 a | 2.6 ±0.04 a | |
Trichoderma sp. (SP6) | 1.2 ±0.03 c | 1.5 ±0.03 b | 1.8 ±0.04 b | 2.3 ±0.06 b | |
T. SP6 + T. Clombta | 1.4 ±0.02 a | 1.6 ±0.03 b | 1.8 ±0.03 b | 2 ±0.04 c | |
Tri-HB® | 1.3 ±0.03 b | 1.4 ±0.04 c | 1.6 ±0.02 c | 1.9 ±0.04 cd | |
Captan® (control) | 1.2 ±0.02 c | 1.3 ±0.03 c | 1.4 ±0.02 d | 1.8 ±0.04 d | |
CV (%) | 9.2 | 10.27 | 11.25 | 12.33 | |
F | 107.28 | 25.17 | 107.07 | 41.04 | |
p | 0.00001 | 0.00001 | 0.00001 | 0.00001 | |
Medias (± error estándar) con diferente literal en una columna son estadísticamente diferentes entre sí (DMS, p≤ 0.05, n= 60); CV= coeficiente de variación.
En las siguientes tres mediciones (14, 21 y 28 días), el análisis mostró que la aplicación de Trichoderma sp. Clombta incrementó significativamente (14 días: F= 25.17, p= 0.00001; 21 días: F= 107.07, p= 0.00001 y 28 días: F= 41.04, p= 0.00001) el diámetro de tallo de plantas de C. chinense en comparación con el resto de los tratamientos, con valores promedio de 1.8, 2.4 y 2.6 mm a los 14, 21 y 28 días, respectivamente. Por el contrario, las plantas tratadas con Tri-HB® y Captan® mostraron los valores menores
Número de hojas y área foliar
Los resultados indicaron que existió diferencia significativa (F= 4.6, p= 0.0023) en cuanto al número de hojas en plantas de C. chinense por efecto de la aplicación de los tratamientos. Trichoderma sp. Clombta significativamente incrementó el número de hojas verdaderas de las plantas de C. chinense, mostrando un valor de 9.1 hojas por planta. Las plantas tratadas con la Co-inoculación, Tri-HB® y Captan mostraron el número menor de hojas con 8.3, 8.3 y 8.5, respectivamente (Cuadro 4). De igual manera para el área foliar, Trichoderma sp. Clombta favoreció un mayor valor en comparación con las plantas inoculadas con los otros tratamientos, con un promedio por hoja de 10.2 cm² (F= 60.17, p= 0.00001), mientras que los tratamientos que permitieron menor área foliar fueron Captan® y Tri-HB® con 5.8 y 6.4 cm², respectivamente (Cuadro 4).
Cuadro 4. Numero de hojas y área foliar (cm²) de plantas de Capsicum chinense var. “Chichen Itza” inoculadas con diferentes cepas de Trichoderma sp. y con aplicación de Captan®.
Tratamiento | Núm. hojas | Área foliar |
Trichoderma sp. (Clombta) | 9.1 ±0.2 a | 10.2 ±0.2 a |
Trichoderma sp. (SP6) | 8.9 ±0.2 bc | 7.3 ±0.2 c |
T. SP6 + T. Clombta | 8.3 ±0.1 d | 8.4 ±0.2 b |
Tri-HB® | 8.3 ±0.2 d | 6.4 ±0.2 d |
Captan® (control) | 8.5 ±0.2 cd | 5.8 ±0.2 d |
CV (%) | 1.42 | 2.22 |
F | 4.6 | 60.17 |
p | 0.0023 | 0.00001 |
Medias (± error estándar) con diferente literal en una columna son estadísticamente diferentes entre sí (DMS, p≤ 0.05, n= 60); CV= coeficiente de variación.
Índice relativo de clorofila
En la primera evaluación (siete días después de la germinación) se encontró una diferencia significativa (F= 9.71, p= 0.00001) en el índice de clorofila. Las plantas inoculadas con Trichoderma sp. Clombta mostraron mayor índice de clorofila con un valor promedio de 162.5 (en una escala de 0 - 999), este valor fue superior en comparación con el resto de las plantas inoculadas con los otros tratamientos, los cuales oscilaron entre 100 a 123.7 (Cuadro 5). En la segunda medición (14 días) no se encontraron diferencias significativas (F= 1.93, p= 0.1215), los valores oscilaron entre 139.6 (Captan®) y 155.7 (Trichoderma sp. Clombta) (Cuadro 5).
A los 21 días, el ANDEVA indicó que la aplicación de Trichoderma sp. Clombta nuevamente incrementó el índice de clorofila (F= 90.23, p= 0.00001) en plantas de C. chinense. Mientras que en la última medición (28 días), la aplicación de Trichoderma sp. Clombta (209.9) y Trichoderma sp. SP6 (204.0) incrementaron significativamente (F= 165.91, p= 0.00001) el índice de clorofila de las plantas en comparación con el resto de los tratamientos, donde los valores promedios oscilaron entre 149.9 y 153.9. Por el contrario, las plantas tratadas con Captan® y Tri-HB® mostraron los menores índices de clorofila en las últimas dos mediciones, con valores entre 120 a 149.9 y 151.3 a 153.9 a los 21 y 28 días, respectivamente (Cuadro 5).
Cuadro 5. Índice relativo de clorofila de plantas de Capsicum chinense var. “Chichen Itza” (en una escala de 0 a 999) inoculadas con diferentes cepas de Trichoderma sp. y con aplicación de Captan®.
Tratamiento | Días después de la germinación | |||
7 | 14 | 21 | 28 | |
Trichoderma (Clombta) | 162.5 ±6.8 a | 155.7 ±4.5 a | 206.5 ±5.1 a | 209.9 ±4.3 a |
Trichoderma (SP6) | 123.7 ±6 b | 151.6 ±5.8 b | 174.9 ±9 b | 204 ±5.9 a |
T. SP6 + T. Clombta | 120.8 ±7.5 bc | 152.2 ±8 b | 154.1 ±5.2 c | 153.4 ±9.9 b |
Tri-HB® | 100 ±10.6 c | 134.1 ±4.2 c | 151.3 ±4.3 c | 153.9 ±6.5 b |
Captan® (control) | 113 ±5.7 bc | 139.6 ±9.2 c | 120 ±4.4 d | 149.9 ±8.9 b |
CV (%) | 4.15 | 2.87 | 2.48 | 2.03 |
F | 9.71 | 1.93 | 29.09 | 14.21 |
p | 0.00001 | 0.1215 | 0.00001 | 0.00001 |
Medias (± error estándar) con diferente literal en una columna son estadísticamente diferentes entre sí (DMS, p≤ 0.05, n= 10); CV= coeficiente de variación.
Biomasa aérea y radical (fresca y seca)
Al final del experimento (28 días) se encontró una diferencia significativa en cuanto a la biomasa aérea fresca (F= 25.87, p= 0.00001) y seca (F= 40.14, p= 0.00001). La biomasa aérea fresca en plantas inoculadas con Trichoderma sp. Clombta mostraron mayor peso en comparación con las plantas inoculadas con los demás tratamientos, con 0.8 g planta-1; mientras que los tratamientos con el menor peso fueron la Co-inoculación y el Tri-HB® con 0.5 g planta-1 en ambos casos (Cuadro 6). Para la biomasa aérea seca, de igual manera, plantas inoculadas con Trichoderma sp. Clombta mostraron mayor peso (0.13 g planta-1) en comparación con los demás tratamientos; la menor biomasa aérea seca se encontró en la Co-inoculación y Tri-HB® con 0.07 y 0.05 g planta-1, respectivamente (Cuadro 6).
Para la biomasa radical fresca, el ANDEVA indicó una diferencia significativa (F= 3.26, p= 0.0164) entre los tratamientos. Las plantas inoculadas con Trichoderma sp. Clombta (0.12 g planta-1) y Trichoderma sp. SP6 (0.11 g planta-1) obtuvieron mayor peso en comparación con plantas inoculadas con Tri-HB® (0.05 g planta-1); sin embargo, ambos tratamientos resultaron presentaron valores estadísticamente iguales a las plantas no inoculadas y tratadas con Captan® (0.09 g planta-1). Finalmente, para la biomasa radical seca se encontró una diferencia significativa (F= 25.47, p= 0.00001) entre los tratamientos, plantas inoculadas con Trichoderma sp. Clombta (0.04 g planta-1) mostraron un mayor peso radical seco en comparación con el resto de los tratamientos; por el contrario, los tratamientos con el menor peso fueron Captan® y Tri-HB® con 0.01 y 0.02 g planta-1, respectivamente (Cuadro 6).
Cuadro 6. Biomasa aérea y radical (fresca y seca en g) de plantas de Capsicum chinense var. “Chichen Itza” inoculadas con dos cepas de Trichoderma sp. y con aplicación de Captan®.
Tratamiento | Biomasa fresca | Biomasa seca | ||
Aéreo | Radicular | Aéreo | Radicular | |
Trichoderma (Clombta) | 0.8 ±0.02 a | 0.12 ±0.01 a | 0.13 ±0.003 a | 0.04 ±0.001 a |
Trichoderma (SP6) | 0.6 ±0.01 b | 0.11 ±0.03 a | 0.09 ±0.003 b | 0.02 ±0.001 bc |
T. SP6 + T. Clombta | 0.5 ±0.02 c | 0.08 ±0.01 ab | 0.07 ±0.003 cd | 0.03 ±0.001 b |
Tri-HB® | 0.5 ±0.03 c | 0.05 ±0.01 b | 0.05 ±0.003 d | 0.01 ±0.0006 c |
Captan® (control) | 0.7 ±0.04 b | 0.09 ±0.02 a | 0.08 ±0.006 c | 0.02 ±0.002 c |
CV (%) | 2.43 | 8.56 | 3.08 | 3.22 |
F | 25.87 | 3.26 | 40.14 | 25.47 |
p | 0.00001 | 0.0164 | 0.00001 | 0.00001 |
Medias (± error estándar) con diferente literal en una columna son estadísticamente diferentes entre sí (DMS, p≤ 0.05, n= 10); CV= coeficiente de variación.
Discusión
En el presente estudio se encontró que los tratamientos evaluados mostraron diferentes habilidades para evitar la incidencia del Damping off. La aplicación de la cepa de Trichoderma Clombta y su co-inoculación con Trichoderma sp. SP6 no permitieron la aparición de síntomas y muerte de plantas de C. chinense por Damping off. Sin embargo, la incidencia de la enfermedad fue baja en el control químico (5% en Captan®), a pesar de ello, la cepa de Trichoderma sp. brindaron protección a las plantas.
Está ampliamente documentado que Trichoderma puede inhibir el crecimiento de diferentes microorganismos fitopatógenos. El efecto inhibidor de las cepas de Trichoderma en hongos fitopatógenos se puede asociar a la producción de enzimas que actúan contra la pared celular de los mismos (Guédez et al., 2012). En la literatura se han reportado beneficios de la biofertilización en C. chinense Jacq. Por ejemplo, Candelero et al. (2015) reportaron incrementos de 55.57 y 47.62% en la altura de plantas de C. chinense inoculadas con Trichoderma sp. Th05-02 y T. virens. Del mismo modo, T. harzianum fue capaz de incrementar 41.57 y 55% la longitud y volumen de raíz de C. chinense, respectivamente.
En el cultivo de Capsicum annuum, Guigón-López y González-González (2004) reportaron la habilidad de seis cepas de Trichoderma para controlar in vitro al agente causal del Damping off (Phytophthora capsici). Las cepas TS01, TC74 y TvB de Trichoderma mostraron mayor actividad micoparasítica in vitro. Mientras que en invernadero, las cepas TC74 y TS01 a concentraciones de 1.3×107 conidios mL-1, redujeron la velocidad de crecimiento y la severidad del marchitamiento de plantas de C. annuum causadas por P. capsici. Como en este estudio, las cepas evaluadas por Guigón-López y González-González (2004) incrementaron la altura (30%), número de hojas (20%), área foliar (30%), y biomasa aérea (60%) y radical (38) de plantas de C. annuuum.
En otro estudio, Mehetre y Kale (2011) reportaron la capacidad de Trichoderma harzianum para parasitar a Pythium aphanidermatum en condiciones in vitro en cultivos duales; además, en experimentos en macetas, T. harzianum inhibió un 83.16% el progreso del Damping off causado por P. aphanidermatum en plantas de C. annuum. Asimismo, Cárdenas et al. (2005) compararon la eficiencia del hongo Trichoderma spp. contra Fusarium oxysporum, agente causal del Damping off en papaya (C. papaya L.).
Los bioensayos revelaron que la aplicación de Trichoderma sp. a una concentración de 1×106 conidios mL-1 controló la enfermedad. Reyes et al. (2012) sugieren que Trichoderma sp. actúa como agente de control biológico, y que sus mecanismos de acción se basan en la activación de múltiples rutas metabólicas que promueven la competencia por nutrientes y espacio, la modificación de las condiciones ambientales, el estímulo del crecimiento y la activación de mecanismos defensivos de las plantas por antibiosis y micoparasitismo.
Además del desplazamiento y control de microflora deletérea de la raíz, diferentes especies de Trichoderma incrementan el crecimiento radical y desarrollo de las plantas. Esto se confirmó en las plantas de C. chinense, ya que la aplicación de Trichoderma sp. Clombta incrementó la altura, diámetro y biomasa radical de las mismas. Cada cepa y especie de Trichoderma posee diferente habilidad para la promoción del crecimiento vegetal, por ello se observó que Trichoderma sp. Clombta fue superior a Trichoderma SP6 en tres variables de crecimiento vegetal. Posiblemente, ambas cepas son especies diferentes, y por ello, poseen habilidades bioquímicas diferentes (p. e. producción de auxinas y ácidos orgánicos y solubilización de fosfatos inorgánicos) que permiten que una cepa sea mejor promotora de crecimiento a comparación de otra (Ortuño et al., 2013).
Asimismo, las interacciones fúngicas inter-específicas e intra-específicas juegan un papel importante a la hora de desarrollar productos biológicos o inoculaciones con más de una cepa o especie (Ortuño et al., 2013; Moo-Koh et al., 2018). El presente trabajo es el preámbulo para futuras investigaciones en hortalizas con la cepa de Trichoderma sp. Clombta, por ejemplo, su evaluación en campo o invernadero para conocer su efectividad en la inhibición de hongos fitopatógenos en la etapa de trasplante y producción de C. chinense. Asimismo, es necesario identificar a nivel especie esta cepa y conocer cuáles son los mecanismos particulares involucrados en los procesos de promoción de crecimiento vegetal de esta cepa.
Conclusiones
La aplicación semanal de Trichoderma sp. Clombta a concentración de 1×1013 conidios mL-1 dio indicios de reducir la incidencia de los agentes causales del “Damping off” en plantas de C. chinense Var. “Chichen Itza” y fue capaz de promover el crecimiento vegetativo, al incrementar la altura, diámetro de tallo, biomasa aérea y radicular, número de hojas e índice de clorofila de las plantas inoculadas. Trichoderma sp. Clombta es un buen candidato para ser estudiado como biofungicida y biofertilizante en plantaciones y semilleros de chile habanero bajo las condiciones climáticas de Tecomán, Colima, México.
Agradecimientos
Los autores agradecen el financiamiento otorgado por el programa SEP-PRODEP para el desarrollo del presente estudio.
Literatura citada
Aguirre, M. J. F. y Espinosa M. J. A. 2016. Crecimiento y rendimiento de Capsicum annuum L. inoculado con endomicorriza y rizobacteria. Rev. Mex. Cienc. Agríc. 7:1539-1550.
Cabezas, G. M.; Peña, F.; Duarte, H. W.; Colorado, J. F. y Lora, S. L. 2009. Un modelo para la estimación del área foliar en tres especies forestales de forma no destructiva. Revista U. D. C. A. Actualidad & Divulgación Científica. 1:121-130.
Candelero, D. J.; Cristóbal, A. J.; Reyes, R. A.; Tun, S. J. M.; Gamboa, A. M. M. y Ruíz, S. E. 2015. Trichoderma spp. promotoras del crecimiento en plantass de Capsicum chinense Jacq. y antagónicas contra Meloidogyne incognita. Phyton Int. J. Exp. Bot. 84:113-119.
Cárdenas, J. C. G.; Maruri, G. J. M. y Acosta, G. A. 2005. Evaluación de diferentes concentraciones de Trichoderma spp. contra Fusarium oxysporum agente causal de la pudrición de plántulas en papaya (Carica papaya L.) en Tuxpan, Veracruz, México. Revista UDO Agrícola. 5:45-47.
Chirino, V. I.; Kandula, D.; Littejohn, C.; Hill, R.; Wlaker, M. Shields, M.; Cummings, N.; Heittiarachchi, D. y Wratten, S. 2016. Potential of the beneficial fungus Trichoderma to enhance ecosystem-services provision in the biofuel grass Miscanthus x giganteus in agriculture. Sci. Rep. 6:1-7.
Cigales, M. y Pérez, O. 2011. Variabilidad de suelos y requerimiento hídrico del cultivo de banano en una localidad del pacífico de México. Avances en Investigación Agropecuaria. 15:21-31.
Ezziyyani, M.; Pérez, S. C.; Sid, A. A.; Requena, M. E. y Candela, M. E. 2004. Trichoderma harzianum como biofungicida para el biocontrol de Phytophtora capsici en plantas de pimiento (Capsicum annuum L.). An. Biol. 26:35-45.
Guédez, C.; Cañizalez, L.; Castillo, C.; y Olivar, R. 2012. Evaluación in vitro de aislamientos de Trichoderma harzianum para el control de Rhizoctonia solani, Sclerotium rolfsii y Fusarium oxysporum en plantas de tomate. Revista de la Sociedad Venezolana de Microbiología. 32:44-49.
Guigón, L. C. y González, G. P. A. 2004. Selección de cepas de Trichoderma spp. con actividad antagónica sobre Phytophthora capsici Leonian y promotoras de crecimiento en el cultivo de chile (Capsicum annuuum L.). Rev. Mex. Fitopatol. 22:117-124.
Hernández, M. J. L.; Sánchez, P. M. I.; García, O. J. G.; Mayek, P. N.; González, P. J. M y Quiroz, V. J. D. C. 2011. Caracterización molecular y agronómica de aislados de Trichoderma spp. nativos del noreste de México. Rev. Colom. Biotechnol. 8:176-185.
Hoyos, C. L.; Chaparro, P.; Abramsky, M.; Chet, I. y Orduz, S. 2008. Evaluación de aislamientos de Trichoderma spp. contra Rhizoctonia solani y Sclerotium rolfsii bajo condiciones in vitro y de invernadero. Agron. Colomb. 26:451-458.
Lezama, G. R.; Reyes, M. J. G.; Bárbara, R. M.; Ángel, S. C. A.; Galindo, V. E.; López, L. M. y Molina, O. J. 2006. Uso de Metarhizium anisopliae (Hyphomycetes) para el control de Rhinchophorus palmarum (Coleóptera: Curculionidae) en campo. In: Entomología Mexicana. Estrada V.E.G.; Romero N. J.; Equihua M.A.; Luna L.C. y Rosas A. J. L. (Edit.), Sociedad Mexicana de Entomóloga, México. 596-600 pp.
Mahdavi, S.; Kafi, M.; Fallahi, E.; Shokrpour, M. y Tabrizi, L. 2017. Drought and biostimulant impacts on mineral nutrients, ambient and replected ligth-based chlorophyll index, and performance of perennial ryegrass. J. Plant Nutr. 40:2248-2258.
Mehetre, S. y Kale, S. 2011. Comparative efficacy of thermophilic bacterium, Bacillus licheniformis (NR1005) and antagonistic fungi, Trichoderma harzianum to control Pythium aphanidermatum-induced damping off in chili (Capsicum annum L.). Arch Phytopathology Plant Protec. 44:1068-1074.
Michel, A., A. C.; Otero, S. M. A.; Solano, P. L.; Ariza, F. R.; Barrios, A. A. y Rebolledo, M. A. 2009. Biocontrol in vitro con Trichoderma spp. de Fusarium subglutinans (Wollenweb. y Reinking) Nelson, Toussoun y Marasas y F. oxysporum Schlecht., agentes causales de la “Escoba de Bruja” del mango (Mangifera indica L.) Rev. Mex. Fitopatol. 27:18-26.
Mojica, M. V.; Luna, O. H. A.; Sandoval, C. C. F.; Pereyra, A. B.; Morales, R. L. H.; González, A. N. A.; Hernández, L. C. E. y Alvarado, G. O. G. 2009. Control biológico de la marchitez del chile por Bacillus thuringiensis. Phyton Int. J. Exp. Bot. 78:105-110.
Moo, K. F. A.; Cristobal, A. J.; Reyes, R. A.; Tun, S. J. M.; Gamboa, A. M.; Islas, F. I. R. 2018. Incompatibilidad interespecífica de especies de Trichoderma contra Meloidogyne incognita en Solanum lycopersicum. Scientia Fungorum. 47:37-45.
Mukherjee, M.; Murherjee, P. K.; Horwitz, B. A.; Zachow, C.; Berg, G. y Zeilinger, S. 2012. Trichoderma-plant-pathogen interactions: advances in genetics of biological control. Indian J. Microbiol. 52:522-529.
Naseby, D. C.; Pascual, J. A. y Lynch J. M. 2000. Effect of biocontrol strains of Trichoderma on plant growth, Pythium ultimum population, soil microbial communities and enzyme activities. J. Appl. Microbiol. 88:161-169.
Ocampo, T. P. 2014. Diagnóstico histórico de la producción de chile habanero, papaya, plátano y miel en el sureste de México. Centro de Investigación Científica de Yucatán, A.C. Informe Técnico del Proyecto. 17-51 pp.
Ortuño, N.; Miranda, C. y Claros, M. 2013. Selección de cepas de Trichoderma spp. generadoras de metabolitos secundario de interés para su uso como promotor de crecimiento en plantas cultivadas. Journal of the Selva Andina Biosphere. 1:16-32.
Reyes, R. A.; Cristóbal, A. J.; Ruiz S. E. y Tun, S. J. M. 2012. Inhibición del crecimiento in vitro de Fusarium sp. aislado de chile habanero (Capsicum chinense Jacq.) con hongos antagonistas. Fitosanidad. 16:161-165.
SAGARPA. 2018. http://www.sagarpa.gob.mx/Delegaciones/nayarit/boletines/Paginas /BNSAGENE052017.aspx.
SAGARPA. 2029. Planeación agrícola nacional 2017-203, chiles y pimientos mexicanos. https://www.gob.mx/cms/uploads/.../file/.../Potencial-Chiles-y-Pimientos-parte-uno.pdf.
Sánchez, R. J. C.; Jurado, G. C.; Manzo, S. G.; Barreto, T. M. A.; Molina, O., J. y Chan, C., W. 2016. Biocontrol of damping-off disease in Carica papaya (Linnaeus) seedlings under greenhouse conditions using Trichoderma spp. Conference Proceeding of 3rd Biotechnology Summit, Cd. Obregón, Sonora, México. 3:127-132.
SIAP (Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera). 2018. Producción agrícola, ciclo: ciclos y perenes 2018. Recuperado de: http://infosiap.siap.gob.mx:8080/agricola-siap-gobmx/AvanceNacionalCultivo.do.
Tavera, Z., D. D.; Hernández, E, J. J.; Ulibarri, G. y Sánchez, Y., J., M. 2017. Inoculación de Trichoderma harzianum en Zea mays y su efecto a la adición del fertilizante nitrogenado al 50%. Journal of the Selva Andina Research Society. 8:115-123.
