Revista Mexicana de Ciencias Agrícolas   volumen 9  número 3   01 de abril - 15 de mayo, 2018

Artículo

Concentraciones e intervalos de aplicación del aceite esencial
de Tagetes lucida Cav. contra Nacobbus aberrans

Johana Zarate-Escobedo1

Elba Lidia Castañeda-González2

Jesús Axayácatl Cuevas-Sánchez1

Calixto Leopoldo Carrillo-Fonseca1

Edgar Eduardo Mendoza-Garcia3

Miguel A. Serrato-Cruz1§

1Universidad Autónoma Chapingo. Carretera México-Texcoco km 36.5, Chapingo, Estado de México. CP. 56230. (johan-quiahuitl@hotmail.com; jaxayacatl@gamil.com; cacafo54@hotmail.es; satur9s@hotmail.com; serratocruz@gmail.com). 2Fundación Salvador Sánchez Colín CICTAMEX SC. Ignacio Zaragoza núm. 6, Coatepec de Harinas, Estado de México. CP. 51700. cgelidia@hotmail.com. 3Centro de Bachillerato Tecnológico Agropecuario (CBTa) núm. 10. Prolongación 6ta norte S/N, colonia el Dispensario, Santiago Pinotepa Nacional, Oaxaca. CP. 71600. mendoza.edgar@colpos.mx.

§Autor para correspondencia: serratocruz@gmail.com.

Resumen

La escaza información sobre los efectos del aceite esencial de Tagetes lucida contra nematodos y la riqueza de poblaciones nativas de esta especie vegetal en algunas áreas en el Estado de México resultan condiciones favorables para derivar insumos naturales inocuos de esta especie que posibiliten enfrentar problemas de agallamiento por N. aberrans en la producción de jitomate. El objetivo de este estudio fue evaluar en condiciones de invernadero la aplicación de aceite de T. lucida de una población natural de Ixtapan de la Sal, Estado de México en la formación de agallas por N. aberrans en plántulas de jitomate. El aceite esencial se extrajo por hidrodestilación a nivel piloto con rendimiento en peso seco de 0.4% (mL 100 g-1) y se analizó por CG/EM identificando los compuestos mayoritarios siguientes: acetato de geranilo (40.8%), β-ocimeno (15.1%), nerolidol (8.1%), β-cubebeno (5.1%) y cariofileno (5.2%). Plántulas de jitomate en maceta se inocularon con N. aberrans (10 mL kg-1 de sustrato) y se les dosificaron concentraciones de aceite desde 0.01 hasta 10 mg mL-1, como tratamientos preventivos y de control, en intervalos de aplicación de aceite de 1, 2 y 3 semanas. La inhibición del agallamiento de la raíz fue consistente en el tratamiento de control (TC) que en el preventivo. En TC, concentraciones de aceite de 0.35 y 1 mg mL-1 produjeron 63 a 80% de inhibición del agallamiento y se obtuvieron valores de CL50 de 0.06 mg mL-1 para los intervalos 1 y 2, y de 0.13 mg mL-1 para el intervalo 3.

Palabras clave: Tagetes lucida Cav., Nacobbus aberrans, concentración de aceite, inhibición de agallamiento. 

Recibido: enero de 2018

Aceptado: marzo de 2018

Introducción

El jitomate es una hortaliza que genera divisas para México (SIAP, 2014), también es el hospedante más afectado por nematodos, entre ellos Nacobbus aberrans, que ocasionan pérdidas de rendimiento de 36 a 55% en invernadero (Manzanilla et al., 2002) y de 50 al 100% en campo (Mendoza, 1999). El control químico es el método más empleado, pero induce resistencia, además de eliminar enemigos naturales (Gutiérrez et al., 2013). Por otra parte, los nematicidas son costosos y poco accesibles para pequeños productores; considerar que en las últimas décadas se ha reducido la disponibilidad de productos comerciales eficientes (Sorribas y Ornat, 2011).

Dada la importancia económica de esta hortaliza y las consecuencias de empleo de nematicidas, se están explorando alternativas, como el control biológico, la resistencia genética y el uso de sustancias vegetales. El empleo de extractos acuosos y aceites esenciales, por sus propiedades citotóxicas, son insumos potenciales para control de plagas y enfermedades (Isman, 2000), en particular, los aceites esenciales tienen un uso promisorio en el control de nematodos (Andrés et al., 2012).

Aunque en México existe una gran diversidad vegetal, se desconocen las propiedades biológicas de varias plantas que pudieran ser útiles en el control de nematodos (Silva et al., 2005). Las familias botánicas por la presencia de aceites esenciales son: Asteraceae, Lamiaceae, Lauraceae, Labiateae, Myrtaceae, Poaceae, Rutaceae, Turaceae y Umbeliferae (Andrés et al., 2012), pero Asteraceae es la más estudiada y reconocida como fuente de compuestos con propiedades plaguicidas (Choi et al., 2003). Asteraceae representa el 18.3 % del total de especies que conforman la flora de México (Villaseñor et al., 2005), en esta familia destaca el género Tagetes por su potencial alelopático contra los nematodos parásitos de plantas, documentado desde hace más de 75 años (Steiner, 1941).

Al respecto, Tyler (1938) informa que 29 especies de Tagetes no son atacadas por nematodos agalladores de Meloidogyne spp., debido que las excreciones que produce la raíz reducen la incidencia de nematodos en el suelo, contienen tiofenos, compuestos poliacetilénicos que son metabolitos secundarios responsables del efecto biológico (Marotti et al., 2010). Debido a estas propiedades químicas de Tagetes, plantas de este género se utilizan como cultivo intercalado, imbricado, cobertera o en rotación con otras especies de importancia económica para control de nematodos (Serrato y Argomedo, 1993); por otra parte, se está planteando el aprovechamiento de los aceites esenciales de Tagetes como insumo aplicable contra nematodos, toda vez que este recurso natural es abundante en México (Serrato, 2014). Al respecto, se tienen varias referencias del efecto del aceite esencial de Tagetes en nematodos; por ejemplo, se reporta que el aceite de T. minuta controla huevos y juveniles de Meloidogyne incognita (Adekunle et al., 2007), T. erecta tiene efecto tóxico contra poblaciones de huevos de nematodos de Haemonchus contortus (Macedo et al., 2013) y se evidenció el efecto nematicida del aceite de T. zypaquirensis (Álvarez et al., 2016).

En particular T. lucida o pericón es una especie que se encuentra distribuida en México, en terrenos agrícolas como arvense o ruderal en elevaciones de 800 a 2 700 msnm (Villareal, 2003). El aceite esencial del pericón se puede utilizar como insecticida en larvas de Aedes aegypti L. (Vera et al., 2014), coleópteros como Sitophilus zemais (Nerio et al., 2009) y adultos de Tribolium castaneum (Olivero et al., 2013), como extracto obtenido con solventes posee efecto contra agentes bacterianos causantes de infecciones respiratorias (Caceres et al., 1991) y gastrointestinales (Céspedes et al., 2006) y con efecto en nematodos (Siddiqui y Alam, 1988; Omer et al., 2015).

Estas últimas dos referencias son las únicas sobre el efecto de sustancias extraídas de T. lucida contra nematodos como Meloidogyne incognita, Rotylenchulus reniformis, Tylenchorhynchus brassicae, Hoploimus indicus, Helicotylenchus indicus y Tylenchus filiformis, pero el aceite de T. lucida no se ha evaluado contra este tipo de organismos. La composición química del aceite esencial de T. lucida se registra desde 1938, el estragol es el compuesto primeramente referido en el aceite de esta especie (Anonymous 1938; citado por Visbal et al., 2010).

Este metabolito secundario, del grupo de los fenilpropanoides, se ha identificado como un compuesto en alto porcentaje (96.8% y 97.3%) para poblaciones de Cuba (Regalado et al., 2011) y de Costa Rica (Cicció, 2004), respectivamente; no obstante, además del estragol, se reportan otros fenilpropanoides mayoritarios en muestras de pericón de Guatemala, como el anetol y el metil eugenol (Bicchi et al., 1997). La caracterización química de este recurso natural de México no se ha explorado suficientemente (Serrato, 2014).

En el Estado de México T. lucida está presente en 22 municipios (Discover Life, 2014), es una planta ceremonial y útil en medicina tradicional (García et al., 2012). Considerando que son escasos los antecedentes sobre la actividad del aceite de esta especie contra nematodos y tomando en cuenta la disponibilidad natural del pericón en esa entidad, se planteó el objetivo de evaluar la actividad tóxica del aceite esencial de una población natural de pericón en la formación de agallas por N. aberrans en invernadero, con la finalidad de valorar si este recurso local, en dosis específica, influye el proceso de agallamiento en la raíz de plantas de jitomate, además de precisar la secuencia en la que este insumo vegetal se podría aplicar, aspecto metodológico poco referido en evaluaciones toxicológicas de este tipo.

Materiales y métodos

Tagetes lucida Cav. En la colonia La Joya 3 de Mayo Linda Vista del municipio Ixtapan de la Sal, Estado de México, coordenadas 18º 49’ 31’’ latitud norte y 99º 41’ 18’’ E, altitud 1 853 m y clima Cw1(w)i’g, en octubre de 2014 se recolectaron tallos florales de plantas ruderales para la extracción de aceite esencial. Semillas de esta población vegetal se ingresaron al Banco Nacional de Germoplasma Vegetal (BANGEV) en el Departamento de Fitotecnia de la Universidad Autónoma Chapingo (UACH) (JZE-Tateges-001) y también se envió especímenes al Herbario-Hortorio “Jorge Espinosa Salas” del Departamento de Preparatoria Agrícola, UACH.

Jitomate (Solanum lycopersicum L.). Para los ensayos correspondientes se utilizó la variedad Río Grande de la marca Edena®, variedad susceptible a nematodos. En charolas de unicel de 200 (2.5 x 2.5 x 6.5 cm) y como sustrato peat moss; se sembró una semilla por celda el 07 de mayo de 2015, el trasplante se realizó el 3 de junio del mismo año en macetas de plástico con capacidad de 1 L. Las plantas en maceta se establecieron en el área de invernaderos del Instituto de Horticultura, UACH.

Inóculo del nematodo

De plantas de jitomate establecidas en invernaderos de la Unidad de producción Tlapeaxco, Departamento de Irrigación, UACH se seleccionaron las infestadas para extracción de agallas por N. aberrans, de las cuales se obtuvo inóculo mediante la metodología descrita por Castaño (1998), con modificaciones de Carrillo (Carrillo, F. C. Com. Per.) mayo de 2015, Departamento de Parasitología Agrícola, UACH). Para la inoculación de nematodos en las plantas de jitomate en maceta se usó 10 mL kg-1 de sustrato. El inóculo se aplicó 4 días después del trasplante (tratamiento preventivo) y también se aplicó cinco días después (tratamiento de control, 24 h después de la aplicación de aceite de T. lucida).

Extracción del aceite esencial

El traslado de los tallos florales desde el punto de recolecta hasta el área de trabajo (Bodega de la Fundación Salvador Sánchez Colín, CICTAMEX, SC. Coatepec de Harinas, Estado de México) para la destilación se llevó a cabo el mismo día. Para la extracción de aceite a nivel piloto se utilizaron 50 kg de planta que se cortó en trozos de 2 cm aproximadamente mediante una picadora mecánica; el tejido picado se llevó a un destilador de acero inoxidable con capacidad de 60 kg, la secuencia de manejo de la destilación la describen Serrato et al. (2014). A partir de las primeras gotas en el tubo de salida del condensador se dejó transcurrir 1 h de destilación, obteniendo un volumen de aceite esencial de 80 mL en 50 kg de masa vegetal.

Análisis cromatográfico de los aceites esenciales

La identificación de los compuestos se hizo por cromatografía de gases con detector de masas (Adams, 2000), mediante un cromatógrafo de gases CG 7890A (Agilent Technologies, USA) acoplado a un detector selectivo de masas 5975C Inert MSD con un detector triple eje (Agilent Technologies, USA), con ionización por impacto eléctrico (IE) de 70 eV; se utilizó una columna HP-5ms® (California, USA), empacada con 5% difenil-95% dimetilpolisiloxano (30 m x 0.25 mm Ø x 0.25 μm). Las temperaturas del inyector y del detector se mantuvieron a 250 °C y 280 °C, respectivamente, y se alcanzaron a una velocidad de 10 °C min-1.

La temperatura del horno se inició en 70 °C, se mantuvo así 1 min y se programó para alcanzar las temperaturas y la velocidad antes señaladas. La velocidad de flujo del gas acarreador (helio) se mantuvo a 1 mL min-1. Muestras diluidas (1/100) se inyectaron en acetona (v/v) de 1 μL, manualmente en modo “split” automático (para diluir) mediante un inyector 7683D (Agilent Technologies, USA). Los datos de abundancia relativa de cada compuesto se obtuvieron a partir del porcentaje total del área de todos los picos cromatográficos y luego dividiendo el área de cada pico entre el área total, el resultado multiplicado por 100.

Como compuestos mayoritarios se consideraron aquellos con más de 5% de abundancia relativa (Mora et al., 2009) y elementos traza aquellos con menos de 5% de abundancia relativa. El intervalo de masas detectado fue de 35 a 500 m/z. Cuatro muestras se procesaron y la identificación de los componentes se realizó por comparación de los índices de retención relativa, más los espectros de masas comparados en la base de datos NIST 05 del sistema GC-MS (National Institute of Standard and Technology) y con los datos espectrales publicados por la Carol Stream Corp., USA (Adams, 2000).

Preparación y aplicación de las concentraciones del aceite esencial

A partir del aceite puro se elaboraron concentraciones de 0.01, 0.035, 0.1, 0.35, 1, 3.5 y 10 mg mL-1 (0.001 a 1%) por medio de diluciones subsecuentes. Para facilitar las diluciones del aceite en agua se añadió Tween® 20 al 0.1%, agitándolo manualmente, generando una emulsión. En el caso del testigo, que correspondió a agua destilada, también se le agregó Tween® 20. La aplicación de las diferentes concentraciones obtenidas del aceite fue puntual; es decir, al pie de la plántula y aplicando 50 mL plántula-1. Los tratamientos se aplicaron en dos formas: preventivo (tratamiento-inóculo) y de control (inóculo-tratamiento). Para el primero, las concentraciones se dispensaron a 96 h antes de la inoculación y para el segundo, 96 h después de la inoculación. En cada uno de estos escenarios experimentales, se implementaron tres diferentes intervalos de aplicación, a una, dos y tres semanas. En cada intervalo se aplicaron los tratamientos de aceite esencial y el testigo.

Diseño experimental

Para el establecimiento de los tratamientos (intervalo de aplicación y concentraciones) en cada forma de aplicación (preventivo y de control) se siguió el diseño de parcelas divididas en donde: parcela grande correspondió a los intervalos y parcela chica a las concentraciones. El testigo y los siete tratamientos se repitieron cinco veces, la unidad experimental fue una maceta por repetición.

Análisis estadístico

El número de plantas con agallas en la raíz fue una variable necesaria para obtener el porcentaje de inhibición del agallamiento, que se obtuvo por medio de la ecuación de Abbott (1925), se recurrió al análisis de varianza del porcentaje de inhibición utilizando el procedimiento GLM de SAS (1999) y también se recurrió a la comparación de medias mediante la prueba de Tukey (p≤ 0.05). Los datos obtenidos en cada uno de los intervalos de aplicación se procesaron con la técnica de análisis Probit (SAS, 1999) para determinar las líneas de respuesta log dosis-Probit, y con ello los valores de la Concentración Letal Media (CL50).

Resultados

Composición química del aceite esencial de T. lucida

En el aceite esencial de la población Ixtapan de T. lucida se identificaron 19 compuestos, cinco de ellos mayoritarios y el resto como trazas. Los compuestos mayoritarios fueron: acetato de geranilo (40.83%), β-ocimeno (15.14%), nerolidol (8.19%), cariofileno (5.29%) y β-cubebeno (5.17%) (Figura 1, Cuadro 1).

Figura 1. Cromatograma que muestra los picos de: β-mirceno (tiempo de retención, Rt, 3.93) β-ocimeno (Rt, 4.62), acetato de geranilo (Rt, 9.07), carifileno (Rt, 9.68), β-cubebeno (Rt, 10.44) y nerolidol (Rt, 11.36).

Cuadro 1. Composición química del aceite esencial de tallos florales de la población Ixtapan de T. lucida.

†= no se encontró nombre trivial.

Inhibición del agallamiento y concentración letal (CL50)

En la condición de control, los tratamientos con aceite inhibieron el agallamiento en la raíz, tal inhibición en los tres intervalos fue en aumento a medida que se incrementó la concentración de aceite (Cuadro 2), las CL50 en los intervalos de aplicación 1 y 2 fue la misma (0.06 mg mL-1) y de casi el doble (0.13 mg mL-1) en el tercer intervalo. En la condición de manejo preventivo no se apreció que la inhibición de las agallas estuviera asociada proporcionalmente con la concentración, por ejemplo, en el intervalo 1 no hubo diferencia entre tratamientos y el testigo, y en los intervalos 2 y 3, solamente con la concentración de 10 mg mL-1 se observó diferencia con relación al testigo; una tendencia irregular que, en el caso del intervalo 3, dificultó calcular la CL50 (Cuadro 2). En general, los resultados más consistentes en el valor de la CL50 se tuvieron con el tratamiento de control, con un valor de la pendiente de la línea de regresión menor a 0.7, destacando las concentraciones de aceite esencial de 0.35 y de 1 mg mL-1 para inhibición del agallamiento por N. aberrans.

Cuadro 2. Inhibición promedio (%) de agallamiento por N. aberrans a 52 días posteriores a la aplicación del aceite esencial de T. lucida en diferentes concentraciones a plántulas de jitomate y valor de la CL50 según manejo de tratamientos e intervalos de aplicación.

b= pendiente de la línea de regresión; s= error estándar; Testigo con Tween® 20, 50 mL individuo-1; *= límites de confianza al 95 %; (-)= no mostró límites de confianza.

Discusión

Los compuestos mayoritarios identificados en el aceite esencial de la parte aérea de plantas en floración de T. lucida corresponden a los grupos químicos de monoterpenos (acetato de geranilo y β-ocimeno) y sesquiterpenos (cariofileno, nerolidol y β-cubebeno) (Lange y Ahkami, 2013). Monoterpenos y sesquiterpenos, en extractos vegetales de Tagetes obtenidos con solventes, pueden tener actividad biológica contra nematodos (Marotti et al., 2010) y se esperaría que su presencia en la composición del aceite esencial de T. lucida podría tener efecto parecido, como más adelante se expone (Cuadro 2).

El acetato de geranilo (40.8%) fue el más abundante en el aceite esencial de la población Ixtapan de T. lucida (Cuadro 1), este compuesto no se había reportado en poblaciones de Guatemala, Cuba, Costa Rica y México (Bicchi et al., 1997; Cicció, 2004; Serrato et al., 2007; Regalado et al., 2011); a esta molécula y al nerolidol se les atribuye actividad tóxica contra larvas de Aedes aegypti (Muñoz et al., 2014), pero no se tenía referencia de su efecto contra nematodos. El compuesto β-ocimeno (15.14 %) posee propiedades antibióticas, anti-inflamatorias y anti-oxidantes, también destaca su efecto contra patógenos y protege a las plantas contra insectos plaga (Adorjan y Buchbauer, 2010), pero sin antecedentes contra nematodos. 

El cariofileno (9.6%) tiene efecto insecticida contra larvas de mosquitos (Jaenson et al., 2006) y el β-cubebeno (5.17%), además presenta actividad contra Escherichia coli (Bezic et al., 2005); ninguno de estos compuestos se relaciona con efectos contra nematodos. La mayoría de estos compuestos, en cantidades traza, ya se habían descrito en la composición del aceite esencial de T. lucida (Bicchi et al., 1997; Cicció, 2004; Serrato et al., 2007; Visbal et al., 2010; Regalado et al., 2011), lo distintivo de la composición del aceite de la población Ixtapan de T. lucida fue la alta abundancia de algunos de ellos y la presencia del compuesto acetato de geranilo.

Considerando que el agallamiento en las raíces de las plantas de jitomate es una consecuencia de la presencia de nematodos hembra y su penetración al interior de las raíces (Manzanilla et al., 2002), resultó claro que la aplicación del aceite de T. lucida redujo el proceso de agallamiento por N. aberrans (Cuadro 2), resultado que constituye el primer reporte para este nematodo. Posiblemente la inhibición de agallas se debió a que el aceite esencial afecta el sistema nervioso del organismo, consecuentemente ocasiona parálisis y finalmente la muerte (Maffei, 2010), efecto de inmovilidad de nematodos previamente consignado con la aplicación de extractos de raíz y de la parte aérea de T. lucida, obtenidos con solventes (Siddiqui y Alam, 1988; Marotti et al., 2010; Omer et al., 2015); hasta antes del presente trabajo no se había evaluado el efecto del aceite esencial de T. lucida contra nematodos.

Los valores de CL50 se esperaba fueran cada vez menores en forma proporcional al número de número de intervalos, pero no se apreció la tendencia; al analizar el número de plantas con agallas mediante análisis factorial, se confirmó que no hubo efecto de intervalo, de tal manera que aplicar una vez, o quizá dos, es lo conveniente. Estos resultados constituyen una referencia útil para el manejo de sustancias vegetales, pues es poca la información al respecto. Desde el punto de vista práctico, las concentraciones más altas produjeron los mejores resultados, aunque destaca el posible empleo de 0.35 a 1 mg mL-1; sin fitotoxicidad.

Con el tratamiento de control, la inhibición fue proporcional a las concentraciones en las que se diluyó y aplicó el aceite; esto no ocurrió con la aplicación preventiva, por ello solamente se obtuvo la CL50 para los dos primeros intervalos. No obstante, los valores bajos de CL50 (0.06-0.13 mg mL-1) en el esquema de control, la pendiente siempre fue menor a 0.7 en los tres intervalos, indicando con ello que la población de individuos respondieron heterogéneamente a la aplicación del aceite, lo que podría significar que las moléculas del aceite no afectan eficazmente a las hembras J2 de N. aberrans, aunque también es posible que una proporción heterogénea de individuos hembra en el inóculo se haya dispersado a la zona de raíces de las plántulas, incluso que hayan presentado diferencias en la habilidad parasítica de las poblaciones del nematodo en el hospedante, así como la habilidad colonizadora (Bourne y Kerry, 1999).

El aceite esencial de especies como T. minuta se ha evaluado contra Anopheles gambiae registrando CL50 de 1.49 mg mL-1 (Kyarimpa et al., 2014), de T. patula contra Aedes aegypti con CL50  de 0.13 mg mL-1 (Dharmagadda et al., 2005) y de T. lucida contra Tetranychus urticae con una CL50 de 0.016 mg mL-1 (Caramillo et al., 2008) tales resultados y los logrados en este estudio en el caso de los tratamientos de control con CL50 de 0.06-0.13 mg mL-1, sugieren fuerte acción biológica del aceite de T. lucida contra N. aberrans.

Para aplicar aceite esencial en concentración de 0.06 mg mL-1 a una hectárea se necesitarían 120 mL de aceite en 199.8 L de agua, mientras que se requerirían 260 mL en 199.7 L de agua para la concentración 0.13 mg mL-1. En terrenos no cultivados en Ixtapan, se calcula que en 1 m2 de superficie hay nueve plantas de T. lucida y en 1 ha, 90 000 de ellas con un rendimiento de aceite aproximado de 0.68 mL m-2 y producción de 6.8 L ha-1. La amplia distribución de poblaciones de T. lucida en el Estado de México y su abundancia en numerosas localidades como la de Ixtapan, son condiciones favorables para el aprovechamiento de este recurso natural y de bajo costo.

Conclusiones

El aceite esencial obtenido mediante hidrodestilación de plantas en floración de la población Ixtapan de T. lucida presentó los compuestos mayoritarios acetato de geranilo, β-ocimeno, nerolidol, β-cubebeno y cariofileno, destacando acetato de geranilo que no se había reportado como abundante. El aceite esencial de T. lucida influyó en el proceso de agallamiento de N. aberrans en plántulas de jitomate resultando crítico el efecto de concentración y poco efectivo el intervalo de aplicación, de esta manera los mejores resultados de CI50 de 0.06-0.13 mg mL-1 para inhibir el agallamiento se lograron aplicando el aceite como tratamiento de control.

Literatura citada

Abbott, W. S. 1925. A method of computing the effectiveness of an insecticide. J. Econ. Entomol. 18(2):265-267.

Adams, R. P. 2000. Identification of essential oils components by gas chromatography/quadrupole. mass spectroscopy. Allured Publishing Crop. Carol Stream, IL. 468-572 pp.

Adekunle, O. K. A.; Acharya, R. and Singh, B. 2007. Toxicity of pure compounds isolated from Tagetes minuta oil to Meloidogyne incognita. Austr. Plant Disease Notes. 2(1):101-104.

Adorjan, B. and Buchbauer, G. 2010. Biological properties of essential oils: an updated review. Flavour and Fragrance J. 25(6):407-426.

Álvarez, S. D. E.; Botina, J. J. A.; Ortiz, C. A. J. and Botina, J. L. L. 2016. Evaluación nematicida del aceite esencial de Tagetes zypaquirensis en el manejo del nematodo Meloidogyne spp. Rev. Cienc. Agríc. 33(1):22-23.

Andrés, M. F.; González, C. A.; Sanz, J.; Burillo, J. and Sainz, P. 2012. Nematicidal activity of essential oils: a review. Phytochemistry Reviews. 11(4):371-390.

Bezic, N.; Skocibusic, M. and Dunkic, V. 2005. Phytochemical composition and antimicrobial activity of Satureja montana L. and Satureja cuneifolia Ten. essential oils. Acta Bot. 64(2):313-322.

Bicchi, C.; Fresia, M.; Rubiolo, P.; Monti, D.; Franz, C. and Goehler, I. 1997. Constituents of Tagetes lucida Cav. ssp. lucida essential oil. Flavour and Fragrance J. 12(1):47-52.

Bourne, J. M. and Kerry, B. R. 1999. Effect of the host plant on the efficacy of Verticillium chlamydosporium as a biological control agent of root-knot nematodes at different nematode densities and fungal application rates. Soil Biol. Biochem. 31(1):75-84.

Cáceres, A.; Álvarez, A. V.; Ovando, A. E. and Samayoa, B. E. 1991. Plants used in Guatemala for the treatment of respiratory diseases. 1. Screening of 68 plants against gram-positive bacteria. J. Ethnopharmacol. 31(2):193-208.

Castaño, J. 1998. Prácticas de laboratorio de fitopatología. Segunda edición. Universidad de Caldas. Manizales. 103 p.

Caramillo, D. R. G.; Serrato, C. M. A.; y Barajas, P. J. S. 2008. Efecto del aceite esencial de Tagetes lucida Cav. contra araña roja (Tetranychus sp.). In: XI Congreso Internacional en Ciencias Agricolas. Mexicali, Baja California, 23 y 24 de octubre.

Céspedes, C. L.; Ávila, J. G.; Martínez, A.; Serrato, B.; Calderón, M. J. C. and Salgado, G. R. 2006. Antifungal and antibacterial activities of Mexican Tarragon (Tagetes lucida). J. Agric. Food Chem. 54(10):3521-3527.

Choi, W. I.; Lee, E. H.; Choi, B. R.; Park, H. M. and Ahn, Y. J. 2003. Toxicity of plant essential oils to Trialeurodes vaporariorum (Homoptera: Aleyrodidae). J. Econ. Entomol. 96(5):1479-1484.

Cicció, J. F. 2004. A source of almost pure methyl chavicol: Volatile oil from the aerial parts of Tagetes lucida (Asteraceae) cultivated in Costa Rica. Rev. Biol. Trop. 52(4):853-857.

Discover Life. 2014. http://www.discoverlife.org/mp/20m?act=make-map.

Dharmagadda, V. S. S.; Naik, S. N.; Mittal, P. K. and Vasudevan, P. 2005. Larvicidal activity of T. patula essential oil against three mosquito species. Biores. Technol. 96(11):1235-1240.

García, S. F.; López, V. E.; Aguilar, R. S. y Aguilar, C. A. 2012. Etnobotánica y morfo-anatomía comparada de tres especies de Tagetes que se utilizan en Nicolás Romero, Estado de México. Bot. Sci. 90(3):221-232.

Gutiérrez, R. A.; Robles, B. A.; Santillán, O. C.; Ortiz, C. M. y Cambero, C. O. J. 2013. Control biológico como herramienta sustentable en el manejo de plagas y su uso en el estado de Nayarit, México. Rev. Bio Cienc. 2(3):102-112.

Isman, M. B. 2000. Plant essential oils for pest and disease management. Crop Protec. 19(8-10):603-608.

Jaenson, T. G. T.; Pålsson, K. and Borg, K. A. K. 2006. Evaluation of extracts and oils of mosquito (Diptera: Culicidae) repellent plants from Sweden and Guinea-Bissau. J. Medical Entomol. 43(1):113-119.

Kyarimpa, C. M.; Böhmdorfer, S.; Wasswa, J.; Kiremire, B. T.; Ndiege, I. O. and Kabasa, J. D. 2014. Essential oil and composition of Tagetes minuta from Uganda. Larvicidal activity on Anopheles gambiae. Industrial Crops and Products. 62:400-404.

Lange, B. M. and Ahkami, A. 2013. Metabolic engineering of plant monoterpenes, sesquiterpenes and diterpenes-current status and future opportunities. Plant Biotechnol. J. 11(2):169-196.

Macedo, F. I. T.; Beserra, O. L. M.; Camurca, V. F. A. L.; Correia, R. W. L.; Leite, J. M.; Maia, M. S.; Beserra, P. H. C. and Leal, B. C. M. 2013. In vitro effects of Coriandrum sativum, Tagetes minuta, Alpinia zerumbet and Lantana camara essential oils on Haemonchus contortus. Rev. Bras. Parasitol. Veter. 22(4):463-469.

Maffei, M. E. 2010. Sites of synthesis, biochemistry and functional role of plant volatiles. South Afr. J. Bot. 76(4):612-631.

Manzanilla, L. R. H.; Costilla, M. A.; Doucet, M.; Franco, J.; Inserra, R. N.; Lehman, P. S.; Cid del Prado, V. I.; Souza, R. M. and Evans, K. 2002. The Genus Nacobbus Thorne & Allen, 1994 (Nematoda: Pratylenchidae): systematics, distribution, biology and management. Nematropica. 32(2):149-228.

Marotti, I.; Marotti, M.; Piccaglia, R.; Nastri, A.; Grandi, S. and Dinelli, G. 2010. Thiophene occurrence in different Tagetes species: agricultural biomasses as sources of biocidal substances. J. Sci. Food Agric. 90(7):1210-1217.

Mendoza, Z. C. 1999. Diagnóstico de enfermedades fungosas. Universidad Autónoma Chapingo. México. 168 p.

Mora, V. F. D.; Rojas, L. B.; Usubillaga, A.; Carmona, J. y Bladimiro, S. 2009. Composición química del aceite esencial de Myrcianthes fragrans (Sw.) Mc Vaught de los Andes venezolanos. Rev. de la Facultad de Farmacia. 51:20-23.

Muñoz, V. J. A.; Staschenko, E. y Ocampo, D. C. B. 2014. Actividad insecticida de aceites esenciales de plantas nativas contra Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). Rev. Colomb. Entomol. 40(2):198-202.

Nerio, L. S.; Olivero, V. J. and Stashenko, E. E. 2009. Repellent activity of essential oils from seven aromatic plants grown in Colombia against Sitophilus zeamais Motschulsky (Coleoptera). J. Stored Products Res. 45(3):212-214.

Olivero, V. J.; Tirado, B. I.; Caballero, G. K. and Stashenko, E. E. 2013. Essential oils applied to the food act as repellents toward Tribolium castaneum. J. Stored Products Res. 55:145-147.

Omer, E. A.; Hendawy, S. F.; El-deen, A. M. N.; Zaki, F. N.; Abd, E. M. M.; Kandeel, A. M.; Ibrahim, A. K. and Ismail, R. F. 2015. Some biological activities of Tagetes lucida plant cultivated in Egypt. Adv. Environ. Biol. 9(2):82-88.

Regalado, E. L.; Fernández, M. D.; Pino, J. A.; Mendiola, J. and Echemendia, O. A. 2011. Chemical composition and biological properties of the leaf essential oil of Tagetes lucida Cav. from Cuba. J. Essential Oil Res. 23(5):63-67.

SAS (Statistical Analysis System) Institute. 2001. SAS user’s guide. Statistics. Version 9.0. SAS Inst., Cary, NC. USA. Quality, and elemental removal. J. Environ. Qual. 19:749-756.

Serrato, C. M. A. y Quijano, A. M. de L. 1993. Usos de algunas especies de Tagetes: Revisión bibliográfica (1984-1992). In: Memorias: I Simposio Internacional y II Reunión Nacional sobre Agricultura Sostenible: Importancia y contribución de la agricultura tradicional. CEICADAR-Puebla, Colegio de Postgraduados, México. 228-238 pp.

Serrato, C. M. A.; Barajas, P. J. S. y Díaz, C. F. 2007. Aceites esenciales del recurso genético Tagetes para el control de insectos, nematodos, ácaros y hongos. In: López, O. J. F.; Aragón, G. A.; Rodríguez, C. H. y Vázquez, G. M. (Eds.). Agricultura sostenible: Substancias naturales contra plagas. Vol. 3. Sociedad Mexicana de Agricultura Sostenible. Benemérita Universidad de Puebla. Colegio de Posgraduados. 186-197 pp.

Serrato, M. A. 2014. El recurso genético cempoalxóchitl (Tagetes spp.) de México (diagnóstico). Universidad Autónoma Chapingo- SINAREFI-SNICS-SAGARPA. 182 p.

Serrato, C. M. A.; Vásquez, D. M. A. y Ramírez, L. I. J. 2014. Promoción del pericón (Tagetes lucida Cav.) en Teposcolula, Oaxaca para la obtención de bioplaguicidas y como estrategia para la conservación in situ. Universidad Autónoma Chapingo (UACH)-SINAREFI-SNICS-SAGARPA. México. Red Cempoalxóxhitl. 15 p.

SIAP. 2014. (Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera). http://www.siap.gob.mx/ avance-de-siembras-y-cosechas-por-cultivo/.

Siddiqui, M. A. and Alam, M. M. 1988. Toxicity of different plant parts of Tagetes lucida to plant parasitic nematodes. Ind. J. Nematol. 18(2):181-185.

Silva, G.; Orrego, O.; Hepp, R. y Tapia, M. 2005. Búsqueda de plantas con propiedades insecticidas para el control de Sitophilus zeamais en maíz almacenado. Pesquisa Agropecuaria Brasileira. 40(1):11-17.

Sorribas, J. y Ornat, C. 2011. Estrategias de control integrado de nematodos fitoparásitos. In: Ándres, M. F. y Verdejo, S. (Eds.). Enfermedades causadas por nematodos fitopárasitos en España. Phytoma-SEF. Valencia. 115-127 pp.

Steiner, G. 1941. Nematodes parasitic on and associated with roots of marigold (Tagetes hybrida). Proceeding of the Biological Society of Washington. 54:31-34.

Tyler, J. 1938. Conference: proceedings of the root-knot conferences held in Atlanta, Georgia. Plant Disease Reporter. 109:133-151.

Vera, S. S.; Zambrano, D. F.; Méndez, S. S. C., Rodríguez, S. F., Stashenko, E. E. and Duque, L. J. E. 2014. Essential oils with insecticidal activity against larvae of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). Parasitol. Res. 113(7):2647-2654.

Villareal, Q. J. A. 2003. Familia compositae. Tribu Tageteae. In: Rzedowski, G. C. and Rzedowski J. (Eds.). Flora del Bajío y de regiones adyacentes. Instituto de Ecología-Centro Regional del Bajío. Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología y Comisión Nacional para el Conocimiento y Uso de la Biodiversidad (CONABIO). Pátzcuaro, Michoacán, México. Fascículo 113. 85 p.

Villaseñor, J. L.; Maeda, P.; Colín, L. J. J. y Ortiz, E. 2005. Estimación de la riqueza de especies de Asteraceae mediante extrapolación a partir de datos de presencia-ausencia. Boletín de la Sociedad Botánica de México. 76:5-18.

Visbal, T.; Rojas, L. B.; Cordero, R. Y.; Carmona, A. J.; Morillo, M. y Usubillaga, A. 2010. Componentes volátiles de Tagetes lucida Cav. (Asteraceae) (Cordero edo Táchira. Venezuela). Rev.  de la Facultad de Farmacia. 52:2-4.